نوع مقاله : علمی - پژوهشی
چکیده
هدف: در این مطالعه اثر تنش شوری بر فتوسیستم II دستگاه فتوسنتزی جلبک Dunaliella bardawil به عنوان گونه فتوسنتزی مدل جهت روشن نمودن تاثیرات بیشتر این تنش و ارائه راهکارهای مقابله با تنش شوری طی مطالعات آینده بررسی شد.
مواد و روشها: در این مطالعه از تکنیک OJIP-test جهت آنالیز فلوئورسنس کلروفیل a در جلبک D. bardawil (سویه Utex-2538) تحت تنشهای شوری 1 به 2 و 1 به 3 مولار نمک، در دو شرایط روشنایی و تاریکی استفاده گردید.
نتایج: نتایج نشان داد که در هر دو شرایط نور و تاریکی میزان پارامترهای Fv/Fo، ΦPo، ψo، ΦEo، ΦRo و PIABS در ابتدای اعمال تنش بطور معنی دار کاهش یافت. در حالی که ΦDo رو به افزایش نهاد. پس از گذشت ساعات اولیه از اعمال تنش، عملکرد PSII در نمونههای واقع در شرایط تاریکی افزایش نیافت و میزان ΦDo رو به افزیش نهاد. در صورتی که در نمونههای واقع در شرایط روشنایی با افزایش عملکرد PSII همراه بود.
نتیجهگیری: بر طبق نتایج، با کاهش در فعالیت کمپلکس تجزیه کننده آب، میزان انتقال الکترون به فئوفیتین، QA، QB و سایر پذیرندههای الکترون در زنجیر انتقال الکترون فتوسنتزی کاهش می یابد. از این رو می توان گفت که کمپلکس تجزیه کننده آب نخستین مکانی است که تحت تنش شوری آسیب می بیند. از جهتی بررسی دو شرایط نور و تاریکی همراه با اعمال تنش شوری نشان می دهد که فتوپریود معمولی احتمالا همراه با مکانیسمهای وابسته چون فتوسنتز و تولید کلروفیل سبب افزایش کارایی سیستم جلبکی در بازگشت به حالت طبیعی قبل از تنش می شود.
کلیدواژهها
عنوان مقاله [English]
Effect of Salt Stress on PSII Efficiency of Dunaliella bardawil under Light and Dark Conditions
چکیده [English]
Aim: In this study, the effect of salt stress on PSII of Dunaliella bardawil as a photosynthesis species model was invesigated to determines more effects of this stress and appropriate solutions to salt stress.
Material and methods: In this study, OJIP-test method was used for analyzing of chlorophyll a fluorescence under stress. Different concentrations of NaCl, 1 to 2 M and 1 to 3 M, were applied at light and dark conditions.
Results: The results showed in both light and dark regimes, the rate of Fv/Fo, ΦPo, ψo , ΦEo, ΦRo and PIABS were reduced by salt stress of 1 to 3 M NaCl at primary hours after salt stress while Φ Do was increased. After first hours, the efficiency of PSII did not increased in dark regime unlike the samples in light condition.
Conclusion: According to the results, salt stress led to reduction of water-splitting complex activity and the function of other electron acceptor in PSII. The rate of electron transport to pheophytin, QA, QB and the other electron acceptors is also reduced. Hence it could be finalized that water-splitting complex is the first site damaged by salt stress. On the other hand, studying on salt stress under light and dark regimes showed that light accompanied by the other mechanisms such as photosynthesis and chlorophyll production increase the efficiency of algae system and recover to the condition before stress.
کلیدواژهها [English]
- Dunaliella
- OJIP-test
- PSII
- Stress
مقدمه
شوری از جمله عوامل تنشزای محیطی بوده، که در بسیاری از نقاط جهان خطر جدی برای رشد گیاهان و تولید محصول است (1). حدود 20 درصد زمینهای کشاورزی و 50 درصد گندم زارهای جهان در معرض تنش شوری هستند (2). این تنش تقریبا بسیاری از جنبههای رشد و گسترش گیاهان را تحت تاثیر قرار داده و سبب سمیت یونی، کمبود مواد غذایی، تنشهای اسمتیک و اکسیداتیو می شود (3). پاسخ موجودات فتوسنتزی به شرایط نامساعد محیط به توانایی سازگاری دستگاه فتوسنتزی آنها بستگی دارد (4). از جمله این موارد میتوان به تولید اسمولیت با استفاده از محصولات حاصل از فتوسنتز جهت مقابله با شرایط تنش شوری اشاره نمود (5). شوری منجر به کاهش فعالیت فتوسنتزی شده و این امر با کاهش در محتوی کلروفیل و عملکرد فتوسیستم II (PSII) همراه است (6). تحقیقات انجام شده حاکی از آن است که که PSII از حساسترین مکانها در سیستم فتوسنتزی، در پاسخ به شرایط تنش است. ولی به طور کلی اطلاعات اندکی در مورد تاثیر شوری بر PSII وجود دارد (7). این کمپلکس پروتئینی از 20 مولکول پلیپپتید و انواعی از مولکول کلروفیل و کاروتنوئید تشکیل شده است (4). در زنجیر انتقال الکترون فتوسنتزی به ازاء هر فوتون جذب شده توسط مرکز واکنش PSII، یک الکترون برانگیخته به پلاستوکوئینون A (QA) منتقل میشود و با الکترون حاصل از تجزیه آب بوسیله کمپلکس آزاد کننده اکسیژن جایگزین میشود. در ادامه، الکترونها از طریق حامل الکترون پلاستوکوئینون به کمپلکس سیتوکروم b6-f منتقل شده و توسط ناقل الکترون پلاستوسیانین به PSI میرسند. PSI بعد از جذب نور و انتقال الکترون برانگیخته به پذیرنده بعدی جهت تولید NADPH و ATP، این الکترون را از پلاستوسیانین دریافت می کند (8). با توجه به نقش PSII در اکسایش آب و تولید اکسیژن، میتوان گفت که از اهمیت خاصی در پاسخ سیستم فتوسنتزی تحت شرایط تنش برخوردار می باشد (9).
به دلیل پیچیده بودن سیستمهای گیاهی، امروزه استفاده از جلبکهای سبز تکسلولی، با قدرت تکثیر بالا مانند جلبک Dunaliella به عنوان سیستم مدل، مورد توجه محققان بوده و میتواند جهت بررسی و درک بهتر و سریع تر نتایج موثر باشد (10و11). این جلبک فاقد دیواره سلولی بوده، مقاوم به شوری است و میتواند در محیط با غلظت 17/0 تا 5 مولار نمک (NaCl) زندگی کند. از ویژگیهای دیگر این گونه میتوان به تولید مقادیر بالایی از کاروتن ها خصوصا بتاکاروتن در شرایط نامساعد اشاره نمود که از لحاظ بیوتکنولوژی بسیار حائز اهمیت است (12). بر پایه تحقیقات انجام شده، میزان فعالیت فتوسنتزی در جلبک Dunaliella نیز تحت تنش شوری کاهش مییابد (13). اما همچون سایر گیاهان اطلاعات جزئی و کامل تر در این زمینه بسیار محدود میباشد. گزارش شده است که تولید گلیسرول به عنوان اسمولیت اصلی، از جمله مکانسیم های مقابله جلبک Dunaliella با شرایط تنش شوری میباشد (14و15) که در حضور نور به طور عمده از مسیر تجزیه نشاسته و به طور جزئی از مسیر فتوسنتز حاصل میشود ولی دیده شده است که در شرایط تاریکی تنها منبع تولید گلیسرول از تجزیه نشاسته است (14و 16). پس وجود نور نیز خود از مهمترین فاکتورها جهت فتوسنتز و تامین انرژی در گیاهان و جلبکها است. در عدم حضور نور، فتوسنتز متوقف شده و منبع انرژی جهت رشد و نمو و مقابله با شرایط تنش محدود میشود (9).
در حال حاضر کاربرد آنالیز فلوئورسنس کلروفیل a ابزاری مفید و سودمند جهت مطالعه عملکرد فعالیت فتوسنتزی تحت شرایط تنش زا است (17). گزارش شده است که نشر فلوئورسنس کلروفیل a، که پس از نوردهی به یک نمونه فتوسنتزی سازش یافته به تاریکی ایجاد می شود، همراه با تغییر در شرایط محیط تغییر می کند (18). این نشر دارای دو فاز صعودی و نزولی است. فاز صعودی دارای چند مرحله اساسی بوده که به ترتیب با حروف O، J، I و P نشان داده میشود. مرحله O شدتی از فلوئورسنس را در مرحله ای که همه مراکز واکنش باز و آماده دریافت الکترون میباشند، نشان میدهد. J مرحله انتقال الکترون به QA و تبدیل آن به فرم احیا (QA-) میباشد. در ادامه، مخزن پلاستوکوئینون (PQ) با دریافت الکترون احیا شده که در مرحله I این تغییر نمایش داده می شود. مرحله P، مربوط به انباشتگی الکترون در سمت پذیرنده الکترون PSI میباشد. به طوریکه با دریافت الکترون همه کوئینون ها احیا و مراکز واکنش بسته شده و شدت فلوئورسنس به بیشترین مقدار آن میرسد (19، 20و21). تکنیک OJIP-test که بر اساس مراحل فوق تعریف شده است، از جمله روشها بر پایه آنالیز فلوئورسنس کلروفیل a است که توسط Strasser و همکاران در سال 1995 طراحی شد. این تکنیک گذار فلوئورسنس کلروفیل a را بر مبنای تئوری جریان انرژی در غشا زیستی اندازه گیری کرده و در نهایت کارایی سیستم فتوسنتزی را تحت شرایط تنش با طیف وسیعی از پارامترها نشان میدهد. از این رو با توجه به نقش مهم PSII در سیستم فتوسنتزی و نبود اطلاعات کافی در مورد تاثیر تنش شوری بر آن، در این مطالعه بنا نهاده شد که فعالیت بخشهای مختلف PSII جلبک Dunaliella طی تنش شوری، تحت شرایط فتوپریود معمولی (16 ساعت روشنایی و 8 ساعت تاریکی) با استفاده از روش OJIP-test بررسی و پارامترهایی از فلوئورسنس کلروفیل a که به شوری حساس ترند، مشخص شود. از جهتی دیگر اعمال تنش شوری در شرایط تاریکی و بررسی پارامترهای فلوئورسنس کلروفیل a، جهت مطالعه توانایی بخشهای مختلف PSII در پاسخ به شوری در فقدان فتوسنتز و منبع انرژی کافی در مقایسه با شرایط روشنایی، از دیگر اهداف این تحقیق واقع شد تا بتوان از نتایج حاصل از این مطالعه، در ایجاد راهکارهای مناسب جهت مقابله با تنش شوری در گیاهان و جلبکها استفاده نمود.
مواد و روشها
آماده سازی سوسپانسیون جلبکی پایه: در این تحقیق از جلبک Dunaliella bardawil سویه Utex-2538 تهیه شده از کلکسیون دانشگاه تگزاس آمریکا استفاده گردید. جلبکها به منظور تکثیر و نگهداری در محیط غذایی اصلاح شده جانسون و همکاران (22) در غلظت 1 مولار NaCl کشت داده شدند. سپس سوسپانسیون های حاصل، به اتاق کشت با شدت نور 100 میکرومول فوتون بر مترمربع بر ثانیه، دمای 2±25 درجه سانتیگراد و فتوپریود 16 ساعت تاریکی و 8 ساعت روشنایی منتقل و بعد از گذشت 15 روز و رسیدن به مرحله رشدی مناسب، از سوسپانسیون های موجود جهت طراحی آزمایشات استفاده شد. در ادامه بخشی از طرح آزمایش در اتاق کشت با فتوپریود معمولی و همزمان بخشی دیگر در اتاق کشت تاریک انجام شد.
اندازهگیری فلوئورسنس کلروفیل a: طی مطالعه فلوئورسنس کلروفیل a از دستگاه PEA (Plant Efficiency Analyzer from Handsatech-UK) و نرم افزار Biolizer HP4 استفاده گردید. کلیه آزمایشها در سه تکرار و مقایسه میانگین ها با استفاده از روش Repeated Measurement انجام شد.
اعمال تنش شوری تحت شرایط فتوپریود معمولی: در این بخش تنشهای شوری بر روی جلبکهای کشت شده در محیط کشت حاوی 1 مولار نمک به صورت 1 به 2 و 1 به 3 مولار، به ترتیب با بزرگی 2 و 3 برابر، با استفاده از محیط کشت با غلظت متفاوت نمک اعمال گردید و پس از نمونه برداری از سوسپانسیونهای جلبکی شاهد و تحت تنش، یک میلیلیتر از نمونههای مذکور به ظرفهای مخصوص دستگاه PEA منتقل شد. در ادامه نمونهها به مدت 15 دقیقه در یک محفظه تاریک قرار داده شدند تا همه مراکز واکنش باز و آماده دریافت الکترون گردند. سپس در همان محفظه با انتقال تک تک ظرف ها به محل مخصوص دستگاه، گذار فلوئورسنس کلروفیل a بر روی هر نمونه توسط سه دیود با نور قرمز (650 نانومتر) و طول موج 3200 میکرومول فوتون بر مترمربع بر ثانیه القا شد و این گذار توسط detector از 10 میکروثانیه تا 1 ثانیه ثبت گردید. دادههای اولیه حاصل از محاسبه دستگاه به کامپیوتر منتقل و در نهایت طیف وسیعی از پارامترها که هر یک ویژگی از سیستم فتوسنتزی را بیان میکند، با استفاده از نرم افزار HP4 Biolizer محاسبه گردید (جدول 1). اندازه گیری فلوئورسنس کلروفیل a، در زمانهای 0، 1، 2، 4، 8، 12، 24، 36، 48 و 60 ساعت پس از اعمال تنش شوری انجام شد.
جدول 1: فهرست معانی اصلاحات استفاده شده در OJIP-test جهت آنالیز فلوئورسنس کلروفیل a
دادههای اولیه حاصل از فلوئورسنس کلروفیل a توسط دستگاه PEA |
|
میزان فلوئورسنس پایه در 10 میکروثانیه بعد از نور دهی |
FO |
میزان فلوئورسنس در 2 میلی ثانیه بعد از نوردهی |
FJ |
میزان فلوئورسنس در 30 میلی ثانیه بعد از نور دهی |
FI |
حداکثر میزان فلوئورسنس در بالاتر از 300 میلی ثانیه بعد از نور دهی |
FP |
پارامتر های فلوئورسنس حاصل از دادههای اولیه |
|
میزان فعالیت کمپلکس تجزیه کننده آب |
Fv/Fo |
عملکرد کوانتومی یا میزان احیای فئوفیتین و QA |
ФPo |
احتمال ورود الکترون به زنجیر انتقال الکترون یا انتقال الکترون از QA به QB |
ψo |
میزان انتقال الکترون در زمان صفر |
ФEo |
میزان احیای پذیرنده های انتهایی در سمت پذیرنده الکترون PSI |
ФRo |
میزان اتلاف انرژی در زمان صفر |
ФDo |
شاخص کارایی بر مبنای جذب فوتون |
PIABS |
اعمال تنش شوری تحت شرایط تاریکی: روند اندازهگیری فلوئورسنس کلروفیل a در نمونههای تحت تنش واقع در شرایط تاریکی مشابه حالت فوق بوده با این تفاوت که همه نمونههای شاهد و تحت تنش در طول مطالعه و انجام آزمایش (60 ساعت) در شرایط تاریکی قرار داشتند، در حالی که در نمونههای واقع در فتوپریود معمولی، تنها مرحله اعمال شرایط تاریکی، قبل از اندازه گیری فلوئورسنس کلروفیل a است.
نتایج
مطالعه پارامترهای فلوئورسنس کلروفیل a در نمونههای تحت تنش شوری واقع در فتوپریود معمولی
بررسی منحنیهای شاخص Fv/Fo (میزان فعالیت کمپلکس تجزیه کننده آب) درشکل 1، الف، نشان می دهد که در تنش 1 به 2 مولار نمک، با بزرگی 2 برابر، میزان فعالیت کمپلکس تجزیه کننده آب مشابه نمونه شاهد (1 به 1 مولار نمک) است. در حالی که در ساعات اولیه پس از اعمال تنش 1 به 3 مولار با بزرگی 3 برابر، میزان فعالیت این کمپلکس بطور معنی داری به شدت کاهش می یابد. بر مبنای دادههای حاصل از محاسبه شاخص ФPo (عملکرد کوانتومی یا میزان احیای فئوفیتین و QA) در شکل 2، الف، میزان کاهش در انتقال الکترون به فئوفیتین و QA، تحت تنش شوری 1 به 3 مولار، نسبت به نمونه شاهد (1 به 1 مولار نمک) معنی دار میباشد. این در حالی است که تحت تنش 1 به 2 مولار تغییر معنی داری در روند انتقال الکترون به این پذیرندهها مشاهده نمیشود. میزان انتقال الکترون از QA به QB و روند احیا شدن آنها که با شاخص ψo (شکل3، الف) نشان داده میشود، در تنش 1 به 2 مولار نمک پس از اعمال تنش در مقایسه با نمونه شاهد (1 به 1 مولار نمک) تغییر نکرد ولی با افزایش در بزرگی تنش کاهش معنی داری در ψo تحت تنش 1 به 3 مولار نمک مشاهده شد. نتایج حاصل از بررسی پارامترهای ФEo (میزان انتقال الکترون در زنجیر انتقال الکترون فتوسنتزی) و ФRo (میزان احیای پذیرندههای انتهایی در سمت پذیرنده الکترون PSI) که به ترتیب در شکل 4، الف و شکل 5، الف نشان داده شده، بیانگر آن است که روند تغییرات در انتقال الکترون به پذیرنده های بعدی در زنجیر انتقال الکترون فتوسنتزی نیز مشابه پارامترهای فوق می باشد، به طوری که درتنش 1 به 3 مولار نمک برخلاف نمونه شاهد (1 به 1 مولار نمک)، میزان انتقال الکترون در زنجیر انتقال الکترون فتوسنتزی و میزان احیای پذیرندههای انتهایی الکترون در سمت پذیرنده الکترون PSI، در ابتدای اعمال تنش بطور معنی داری کاهش مییابد. میزان کارایی سیستم فتوسنتزی که با شاخص PIABS (شکل 6، الف) مشخص میشود، در جلبکهای تحت تنش 1 به 2 مولار، مشابه کارایی سیستم در شرایط بدون تنش بوده ولی در تنش 1 به 3 مولار که از شدت تنش بالاتری برخوردار میباشد، میزان کاهش این شاخص بعد از اعمال تنش معنی دار بود. در کلیه پارامترهای مورد اشاره فوق، روند کاهشی بعد از ساعات اولیه از اعمال تنش متوقف شده و روند بازیابی و رسیدن به حالت اولیه آغاز گردید و به تدریج رو به افزایش نهاد. پارامتر بعدی مورد بررسی در این مطالعه ФDo (شکل 7، الف) بوده که بیانگر میزان اتلاف انرژی سیستم تحت شرایط تنش است. در تنش 1 به 2 مولار نمک، روندی از اتلاف انرژی بعد از اعمال این تنش مشاهده نشد ولی میزان این شاخص در تنش 1 به 3 مولار نمک کاملا در مقایسه با نمونه شاهد (1 به 1 مولار نمک) متفاوت بوده و در ابتدای اعمال تنش بطور معنی داری افزایش یافت.
مطالعه پارامترهای فلوئورسنس کلروفیل a در نمونههای تحت تنش شوری واقع در تاریکی
با مراجعه به نمودار پارامترهای Fv/Fo (شکل 1، ب)، ФPo (شکل 2، ب)، ψo (شکل 3، ب)، ФEo (شکل 4، ب)، ФRo (شکل 5، ب) و PIABS (شکل 6، ب) میتوان دید که با افزایش شدت تنش شوری (1 به 3 مولار نمک)، میزان کلیه این شاخصها در ساعات اولیه بعد از اعمال تنش به طور معنیداری کاهش و سپس با یک روند ثابت و بدون هیچگونه افزایشی تا پایان آزمایش ادامه یافته است. روند اتلاف انرژی با توجه به شاخص ФDo (شکل 7، ب) در نمونههای جلبکی تحت تنش 1 به 3 مولار نمک بلافاصله بعد از اعمال تنش بطور معنیداری افزایش یافته و تا پایان آزمایش، این روند افزایشی دنبال شده است. درحالی که روند تغییر این پارامتر تحت تنش 1 به 2 مولار مشابه نمونه شاهد (1 به 1 مولار نمک) می باشد. به طور کلی، میتوان گفت که کلیه تغییرات مشاهده شده در تنش 1 به 3 مولار نمک در هر یک از پارامترهای فوق، در هر دو شرایط نور و تاریکی، در مقایسه با نمونه شاهد از نظر آماری معنی دار میباشد.
الف |
ب |
a |
a |
b |
a |
a |
b |
شکل 1: روند تغییر Fv/Fo (میزان فعالیت کمپلکس تجزیه کننده آب) در جلبک D. bardawil، تحت تنش 1به 2 و 1 به 3 مولار نمک، در قیاس با شاهد (1 به 1 مولار نمک)، تحت دو شرایط فتوپریود معمولی (الف) و تاریکی (ب). مقایسه روند تغییرات با استفاده از روش Repeated measurement انجام شده است و حروف غیرمشابه نشان دهنده تغییر معنیدار در روند تغییرات میباشد.
a |
a |
b |
a |
a |
b |
الف |
ب |
شکل 2: روند تغییر ФPo (عملکرد کوانتومی یا میزان احیای فئوفیتین و QA) در جلبک D. bardawil، تحت تنش 1به 2 و 1 به 3 مولار نمک، در قیاس با شاهد (1 به 1 مولار نمک)، تحت دو شرایط فتوپریود معمولی (الف) و تاریکی (ب). مقایسه روند تغییرات با استفاده از روش Repeated measurement انجام شده است و حروف غیرمشابه نشان دهنده تغییر معنیدار در روند تغییرات میباشد.
الف |
ب |
b |
a |
a |
a |
a |
b |
شکل 3: روند تغییر ψo (احتمال ورود الکترون به زنجیر انتقال الکترون یا انتقال الکترون از QA به QB) در جلبک D. bardawil، تحت تنش 1به 2 و 1 به 3 مولار نمک، در قیاس با شاهد (1 به 1 مولار نمک )، تحت دو شرایط فتوپریود معمولی (الف) و تاریکی (ب). مقایسه روند تغییرات با استفاده از روش Repeated measurement انجام شده است و حروف غیرمشابه نشان دهنده تغییر معنیدار در روند تغییرات میباشد.
ب |
الف |
a |
a |
b |
a |
a |
b |
شکل 4: روند تغییر ФEo (میزان انتقال الکترون در زنجیر انتقال الکترون فتوسنتزی) در جلبک D. bardawil، تحت تنش 1به 2 و 1 به 3 مولار نمک، در قیاس با شاهد (1 به 1 مولار نمک)، تحت دو شرایط فتوپریود معمولی (الف) و تاریکی (ب). مقایسه روند تغییرات با استفاده از روش Repeated measurement انجام شده است و حروف غیرمشابه نشان دهنده تغییر معنیدار در روند تغییرات میباشد.
a |
a |
b |
a |
a |
b |
الف |
ب |
شکل 5: روند تغییر ФRo (میزان احیای پذیرندههای انتهایی در سمت پذیرنده الکترون PSI) در جلبک D. bardawil، تحت تنش 1به 2 و 1 به 3 مولار نمک، در قیاس با شاهد (1 به 1 مولار نمک)، تحت دو شرایط فتوپریود معمولی (الف) و تاریکی (ب). مقایسه روند تغییرات با استفاده از روش Repeated measurement انجام شده است و حروف غیرمشابه نشان دهنده تغییر معنیدار در روند تغییرات میباشد.
الف |
ب |
a |
a |
b |
a |
a |
b |
شکل 6: روند تغییر PIABS (شاخص کارایی بر مبنای جذب فوتون) در جلبک D. bardawil، تحت تنش 1به 2 و 1 به 3 مولار نمک، در قیاس با شاهد (1 به 1 مولار نمک )، تحت دو شرایط فتوپریود معمولی (الف) و تاریکی (ب). مقایسه روند تغییرات با استفاده از روش Repeated measurement انجام شده است و حروف غیرمشابه نشان دهنده تغییر معنیدار در روند تغییرات میباشد.
الف |
ب |
a |
b |
b |
a |
b |
b |
شکل 7: روند تغییر ФDo (میزان اتلاف انرژی) در جلبک D. bardawil، تحت تنش 1به 2 و 1 به 3 مولار نمک، در قیاس با شاهد (1 به 1 مولار نمک)، تحت دو شرایط فتوپریود معمولی (الف) و تاریکی (ب). مقایسه روند تغییرات با استفاده از روش Repeated measurement انجام شده است و حروف غیرمشابه نشان دهنده تغییر معنیدار در روند تغییرات میباشد.
بحث
تاکنون تحقیقات مختلفی در رابطه با اثر تنش شوری بر فتوسنتز گیاهان نظیر جو (23)، سورگوم (6) و گندم (24) و جلبک ها مانند Porphyra perforate (25)، Ulva lactuca (26) و همچنین Dunaliella salina (22) صورت گرفته است ولی تحقیقات جامعی در خصوص اثر تنش شوری بر PSII جلبک Dunaliella وجود ندارد. دادههای حاصل از اندازهگیری فلوئورسنس کلروفیل a، در ابتدای اعمال تنش شوری، تحت هر دو شرایط روشنایی و تاریکی نتایج یکسانی را نشان می دهد. به طوریکه در تنش شوری با شدت پایین، هیچ یک از بخش های بررسی شده سیستم فتوسنتزی در زنجیر انتقال الکترون تحت تاثیر واقع نشده در حالی که افزایش در شدت تنش، به اختلال در عملکرد PSII منجر شده و میزان فعالیت در بخشهای مختلف به شدت کاهش یافته است.
از آنجا که جلبک Dunaliella یک جلبک مقاوم به شوری میباشد، لذا شوری با شدت دو برابر (1 به 2 مولار نمک) تاثیر چندانی بر PSII نداشته اما با افزایش شدت تنش تا 3 برابر (1 به 3 مولار نمک) به نظر میرسد اولین محل اثر تنش شوری بر PSII، کمپلکس تجزیه کننده آب باشد. که این امر منجر به کاهش انتقال الکترون به فئوفیتین و QA، اولین پذیرندههای الکترون PSII (26و 27) میشود. در ادامه انتقال الکترون از QA به QB، کمپلکس سیتوکروم b6-f، پلاستوسیانین و PSI کاهش مییابد. عدم انتقال الکترون و در نتیجه کاهش فعالیت فتوشیمیایی باعث افزایش میزان اتلاف انرژی بصورت حرارت (ФDo) میگردد که به خوبی در شکل 7، الف قابل مشاهده میباشد. در واقع به نظر میرسد که افزایش اتلاف انرژی به عنوان مکانیسمی دفاعی در جهت جلوگیری از آسیب سیستم نوری فتوسنتزی عمل میکند.
مطالعه فلوئورسنس کلروفیل a در پاسخ به استرس شوری در گیاهان مختلف، همه حاکی از اثر منفی برروی فتوسیستم II می باشد. از جمله مطالعات انجام شده در این زمینه توسط دانشمندان میتوان به گزارش های Allahverdiev و همکاران (28) اشاره نمود که با بررسی شدت های مختلف تنش شوری بر روی Trianea bogotensis karts مشاهده نمودند که میزان شاخص Fv/Fo کاهش می یابد. Lu و Vonshak (7) و Sudhir و همکاران (29) با مطالعه تنش شوری برSpirulina platensis به این نتیجه رسیدند که تحت تنش شوری میزان انتقال الکترون فتوسنتزی رو به کاهش مینهد. از جهتی کاهش در عملکرد کوانتومی واکنشهای فتوشیمیایی اولیه تحت تنش شوری در گیاهان گندم (24)، و سورگوم (6) از دیگر مطالعات انجام شده در این زمینه می باشد (30). مطالعه تنش شوری بر Vinga radiate L. و Brassica juncea Coss نشان داده است که مقدار ФPo، ψo و ФEo کاهش می یابد (19). با مقایسه دقیق بین تحقیقات انجام شده توسط دانشمندان فوق و نتایج حاصل از این تحقیق، علی رغم تشابه کلی در روند تغییر این پارامترها تحت تنش شوری، میتوان گفت که فلوئورسنس کلروفیل a تحت تنش شوری، در این تحقیق در مقایسه با تحقیقات گذشته نسبتا کاملتر و از جنبههای مختلف بررسی شده است و با مطالعه همزمان طیف گسترده ای از پارامترها این امکان فراهم شد که محل دقیق اثر تنش شوری بر PSII مشخص گردد.
از دیگر ویژگی های مورد بحث در این تحقیق کارایی سیستم فتوسنتزی است که با شاخص PIABS، مشخص میشود. این پارامتر با تکیه بر کارایی جذب نور، عملکرد کوانتومی واکنشهای فتوشیمیایی اولیه و عملکرد کوانتومی انتقال الکترون محاسبه میگردد (31). تغییرات آن میتواند به طور کامل کارایی سیستم فتوسنتزی را نشان دهد که نتایج حاصل از این پارامتر نیز کاهش کارایی فتوسنتزی را در شدتهای تنش بالاتر در ساعات اولیه نشان می دهد. اما پس از گذشت حدود 10 تا 14 ساعت در حضور نور کلیه پارامترهای مورد اشاره بازیابی شده و در برخی پارامترها به حدود مقدار اولیه افزایش می یابد. به نظر میرسد که در نمونههای جلبکی، همراه با مکانیسمهایی چون تقسیم سلولی، تولید کلروفیل، انجام فتوسنتز و وجود منبع انرژی کافی (دادهها نشان داده نشده است) و احتمالا تولید گلیسرول (32)، تغییرات ژنی و تولید پروتئینهای خاص (10) و در نهایت به دنبال بهبود وضعیت کمپلکس تجزیه آب، میزان انتقال الکترون بهبود یافته و میزان اتلاف انرژی بصورت حرارت کاهش مییابد و انجام واکنشهای نوری فتوسنتزی خصوصا PSII به شرایط طبیعی قبل از تنش نزدیک میشود. گزارش شده است که جلبک Dunaliella پس از اعمال تنش شوری پلاسمولیز شده و سپس در حضور نور با تشکیل گلیسرول پتانسیل اسمزی خود را بازیابی میکند و به حالت اولیه بر میگردد که این امر در بازگشت فعالیت دستگاه فتوسنتزی به حالت طبیعی تاثیر بسزایی دارد (16).
از جهتی دیگر در نمونههای واقع در شرایط تاریکی بعد از کاهش اولیه در عملکرد بخشهای مختلف هیچ گونه روند بهبود مشاهده نمیشود. گزارش شده است که جلبک Dunaliella در شرایط تاریکی از ذخیره نشاسته حاصل از فتوسنتز به عنوان منبع انرژی استفاده میکند و در فقدان نور نشاسته تجزیه شده و باعث تولید کربوهیدرات و گلیسرول جهت مقابله با شرایط تنش شوری میگردد (16و32). با توجه به محدود بودن این منبع انرژی، به نظر میرسد که نشاسته به عنوان تنها عامل بقاء این جلبک در شرایط تنش شوری و تاریکی باشد. نتایج حاصل از اعمال تنش شوری در شرایط تاریکی بر جلبک Gracilaria sordia نشان داده است که مقدار تجزیه نشاسته در این محیط افزایش مییابد (33). لذا بر مبنای مطالعات انجام شده توسط محققان میتوان گفت در نمونههای شاهد و تحت تنش شوری سازش یافته با تاریکی، به علت عدم وجود نور، نداشتن انرژی کافی جهت فتوسنتز و تولید انرژی و تنها با استفاده از تجزیه نشاسته موجود در کلروپلاست به عنوان انرژی ذخیره شده و محدود حاصل از فتوسنتز به حیات خود ادامه میدهند و این مقدار از انرژی ذخیره شده تنها به حفظ نسبی حیات سلولهای جلبکی کمک میکند. از این رو این نمونهها برخلاف نمونه های واقع در فتوپریود معمولی خصوصا در تنش های شوری با شدت بالا توانایی بازگشت به حالت بدون تنش را ندارند.
نتیجه گیری
در مجموع با توجه به موارد بحث شده در بالا میتوان گفت که در PSII زنجیر انتقال الکترون فتوسنتزی، کمپلکس تجزیه کننده آب از مهمترین بخش های PSII بوده و به نظر میرسد اولین مکانی است که تحت تنش شوری آسیب می بیند. طی این امر فرایند جبران الکترون ناشی از برانگیختگی مرکز واکنش PSII دچار اختلال می شود و در ادامه انتقال الکترون به سایر پذیرندههای زنجیر انتقال الکترون فتوسنتزی و به طورکلی میزان کارایی سیستم فتوسنتزی کاهش مییابد. از جهتی بررسی دو شرایط وجود نور و تاریکی همراه با تنش شوری به خوبی تایید میکند که بر پایه مطالعات انجام شده توسط محققان تابش نور و در پی آن فعالیت سیستم فتوسنتزی، تولید انرژی و اسمولیت گلیسرول وسایر فرایندهای وابسته توانایی این جلبک را در جهت سازگاری با شرایط جدید و بازگشت به حالت طبیعی قبل از تنش افزایش می دهد.
تشکر و قدردانی
بدین وسیله از تحصیلات تکمیلی دانشگاه اصفهان به خاطر حمایت مالی در انجام این تحقیق قدردانی میگردد. نویسندگان مقاله از قطب تنش های گیاهی در دانشگاه اصفهان نیز تشکر و قدردانی می نمایند.
منابع
1. Dadashi MR, Majidi Hervan I, Noorinia AA. Evalution od different genotypes of barley to salinity stress. J Agri Sci. 2007; 1: 181-190. [Persian].
2. Flowers TJ, Yeo AR . Breeding for salinity resistance in crop plants: where next? Aust J Plant Physiol. 1995; 22(6): 875-884.
3. Munns R. Comparative physiology of salt and water stress. Plant Cell Envioron. 2002; 25: 239-250.
4. Allahverdiyev S, Atilla A, Ismail BS, Sahmurova A. Response of photosystem II and photosynthetic pigments to salt and Baikal EM1 in tree seedlings. Afr J Biotechnol. 2011; 10 (4): 535-538.
5. Yokthongwattana K, Melis A. Photoinhibition and recovery in oxygenic photosynthesis: mechanism of a photosystem II damage and repair cycle. In Demmig- Adams B, Adams ww, Matto AK, (eds). Photoprotection, photoinhibition, gene regulation and environment. Berlin: Springer; 2005; 175-191.
6. Netondo GW, Onyango JC, Beck E. Sorghum and salinity: II. gas exchange and chlorophyll fluorescence of sorghum under salt stress. Crop Sci. 2004b; 44: 806-811.
7. Lu C, Vonshak A. Characterization of PSII photochemistry in salt-adapted cells of cyanobacterium Spirulina platensis. New Phytol. 1999; 141(2): 231-239.
8. Allen JP, Williams JC. Photosynthetic reaction centers. FEBS Letters. 1998; 438(5): 5-9.
9. Taize, L, Zeiger, E. Plant physiology. 2th Ed. Sunderland, Massachusetts; Sinauer Association, Publishers; 1998.
10. Glenn EP, Brown JJ, Blumwald E. Salt tolerance and crop potential of halophytes. CRC Crit Rev Plant Sci. 1999; 18: 227–255.
11. Madadkar Haghjou M. Induction of paraquat tolerance in Dunaliella by using some pre-treatments. J Plant Biol. 2011; 3 (10): 71-86. [Persian].
12. Ramakrishna A, Dayananda C, Giridhar P, Rajacekaran T, et al. Photoperiod influences endogenous indoleamines in cultured green alga Dunaliella bardawil. Indian J Exp Biol. 2011; 49: 234-240.
13. Gilmour DJ, Hipkins F, Boney AD. The effect of salt stress on the primary processes of photosynthesis in Dunaliella tertiolecta. Plant Sci. 1982; 26: 325-330.
14. Ben-Amotz A, Sussman I, Avron M. Glycerol production by Dunalieilla. Experientia. 1982; 38: 49-52.
15. Hadi MR, Shariati M, Afsharzadeh S. Microalgal biotechnology: carotenoid and glycerol production by the green algae Dunaliella isolated from the Gave-Khooni salt marsh, Iran. Biotechnol Bioproc Eng. 2008; 13: 540-544.
16. Brown A.D, Borowitzka L.J. Halotolerance of Dunaliella. In Levandowsky M, Hunter SH, (eds). Biochemistry and Physiology of Protozoa. New York. Academic Press. 1979; 139-189.
17. Baker NR. Chlorophyll Fluorescence: A probe of photosynthesis in vivo. Annu Rev Plant Physiol. 2008; 59: 89-113.
18. Srivastava A, Strasser A. Strasser and Strasser management of land palnts during a regular day. J Plant Physiol. 1996; 148: 445-455.
19. Misra AN, Srivastava A, Strasser RJ. Utilization of fast chlorophylla fluorescence technique in assessing the salt/ion sensitivity of mung bean and Brassica seedlings. J Plant Physiol. 2001; 158: 1173-1181.
20. Papageorgiou, G.C, Govindjee, A. Chlorophyll a fluorescence: a signature of photosynthesis. Advances in Photosynthesis and Respiration. 1th Ed. Dordrecht: Springer; 2004.
21. Strasser B.J, Strasser R.J. Measuring fast fluorescence transients to address environmental questions: The JIP test. In: Mathis P, (eds). Photosynthesis: from light to biosphere. The Netherlands: Kluwer Academic; 1995; 977-980.
22. Shariati M, Madadkar Haghjou M. Effect of salt stress on beta-carotene and Chlorophyll accumulation of green alga Dunaliella salina, isolated from salt marsh of Gavkhooni, Isfahan. Sci Res bull Isfahan Univ. 2000; 14(2); 55-66. [Persian].
23. Belkhodja RF, Morales A, Abadia A, Gomes-Aparisi, et al. Chlorophyll fluorescence as a possible tool for salinity tolerance screening in barely (Hordeum vulgare). Plant Physiol. 1994; 104: 667-673.
24. Zair I, Chlyah A, Sabounji K. Tittahsen M, et al. Salt tolerance improvement in some wheat cultivars after application of in vitro selection pressure. Plant Cell Tiss Org. 2003; 73: 237-244.
25. Satoh K, Smith CM, Fork DC. Effects of salinity on primary processes of photosynthesis in the red Porphyra perforata. Plant Physiol. 1983; 73(3): 643-647.
26. Ferreira KN, Tina M, Iverson TM, Maghlaoui K, et.al. Architecture of the photosynthetic oxygen-evolving center. Science. 2004; 303: 1831-1838.
27. Zouni A, Witt HT, Kern J, Fromme P, et.al. Crystal structure of photosystem II from Synechococcus elongatus at 38 °A resolution. Nature. 2001; 409(6821): 739-743.
28. Allahverdiev SR, Mavituna M, Ganieva R, Nafisi S. Effects of salt stress and synthetic hormone polystimuline K on photosynthetic activity of Trianea bogotensis Karst. Turk J Bot. 1998; 22: 19-23.
29. Sudhir PR, Pogoryelov D, Kovcs L, Garab G, et al. The effects of salt stress on photosynthetic electron transport and thylakoid membrane proteins in the Cyanobacterium spirulina platensis. J Biochem Mol Biol. 2005; 38 (4): 481-485.
30. Zhao GQ, Ma BL, Ren CZ. Growth, gas exchange, chlorophyll fluorescence and ion content of naked oat in response to salinity. Crop Sci. 2007; 47: 123-131.
31. Rai MK, Shende S, Strasser RJ. JIP test for fast fluorescence transients as a rapid and sensitive technique in assessing the effectiveness of arbuscular mycorrhizal fungi in zea mays: Analysis of chlorophyll a fluorescence. Plant Biosyst. 2008; 142: 191-198.
32. Chen H, Jiang J, Wu G. Effect of salinity changes on the growth of Dunaliella salina and its isozyme activities of glycerol-3-phosphat dehydrogenase. J Agricult Food Chem. 2009; 57(14): 6178-6182.
33. Ekman P, Yu Sh. Pedersen M. Effects of altered salinity, darkness and algal nutrient status on floridoside and starch content, ot-galactosidase activity and agar yield of cultivated Gracilaria sordida. Br Phycol J. 1991; 26: 123-131.