تاثیر برهم‫کنش تنش شوری و کاربرد پلیمرهای سوپرجاذب بر میزان پروتئین محلول و فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانتی ریحان

نوع مقاله: علمی - پژوهشی

نویسندگان

1 دانشجوی کارشناسی ارشد، دانشگاه فردوسی مشهد، دانشکده کشاورزی، گروه علوم باغبانی، مشهد، ایران

2 دانشگاه فردوسی مشهد، دانشکده کشاورزی، گروه علوم باغبانی، مشهد، ایران

چکیده

هدف: هدف از این مطالعه بررسی تاثیر برهم‫کنش تنش شوری و کاربرد پلیمرهای سوپرجاذب بر خصوصیات فیزیولوژیکی ریحان می‏باشد.
مواد و روش­ها: آزمایشی گلدانی به‫صورت فاکتوریل بر پایه طرح کاملا تصادفی با چهار سطح شوری آب آبیاری (صفر، 40، 80 و 120 میلی‏مولار کلرید سدیم) و پلیمرسوپرجاذب (عدم کاربرد، آکوازروب، تراکوتم و استاکوزورب) انجام شد. صفات مورد ارزیابی شامل پروتئین محلول، فعالیت آنزیم‏های آنتی­اکسیدانتی، محتوای مالون‏دی‏آلدئید و تولید اسانس بودند.
نتایج: فعالیت آنزیم‏های کاتالاز، گایاکول پراکسیداز، آسکوربات پراکسیداز و پلی­فنل اکسیداز در چین اول برداشت و در شوری بالا (120میلی‏مولار) به­ترتیب تحت کاربرد آکوازورب، تراکوتم، تراکوتم و آکوازورب  68/52، 10/73، 07/68 و 35/75 درصد کاهش یافت و در چین دوم برداشت نیز در بالاترین سطح شوری (80 میلی­مولار) فعالیت این آنزیم‏ها به­ترتیب تحت تاثیر کاربرد آکوازورب، تراکوتم، آکوازورب، تراکوتم و تراکوتم  6/37، 5/62، 38/46، 06/43 و 47/38 درصد نسبت به تیمار شاهد کاهش یافتند. با افزایش شوری میزان اسانس کاهش یافت و کاربرد سوپرجاذب تراکوتم موجب افزایش آن شد. در چین اول برداشت بین مالون‏دی‏آلدئید و گایاکول پراکسیداز همبستگی مثبت (751/0) مشاهده شد و در چین دوم آسکوربات پراکسیداز و پروتئین دارای همبستگی منفی (753/0-)، سوپراکسید دیسموتاز و گایاکول پراکسیداز  (848/0)، مالون­دی ‏آلدئید و گایاکول پراکسیداز (789/0) و مالون دی‏آلدئید و آسکوربات پراکسیداز (743/0) همبستگی مثبت داشتند.
نتیجه‏گیری: نتایج نشان داد که کاربرد سوپرجاذب‏ها در شرایط تنش شوری توانست از شدت این تنش بکاهد و از این طریق سبب کاهش معنی‏دار فعالیت آنزیم‏های آنتی‏اکسیدانتی و میزان مالون‏دی آلدئید شود، ولی پروتئین محلول و تولید اسانس را افزایش داد.
 

تازه های تحقیق

-

کلیدواژه‌ها


مقدمه

تنش‏های محیطی از جمله تنش شوری یکی از عمده­ترین عوامل نگرانی بشر در تولید محصولات کشاورزی است چرا که تنش‏ها با ایجاد محدودیت‏های مختلف برای گیاه، موجب کاهش عملکرد و تولید محصولات کشاورزی خواهند شد (1). مقدار قابل توجهی از زمین‏های جهان تحت تنش شوری قرار دارد که روز به روز نیز بر میزان آن افزوده می‏شود (2).  اثرات  منفی تنش شوری می‏تواند بسته به شرایط آب و هوایی، شدت نور، گونه‏های گیاهی و شرایط خاک متفاوت ‏باشد (3). تنش شوری از طریق تولید گونه‏های فعال اکسیژن (سوپراکسید، پراکسید هیدروژن و رادیکال‏های اکسیژن) می‏تواند سبب ایجاد تنش اکسیداتیو شود که این ترکیبات باعث آسیب سلول‏های گیاه می‏شوند (4). همچنین تنش شوری از طریق افزایش یون‏های سدیم و کلر در گیاهان اثرات منفی خود را بر جای می‏گذارد (5) که از جمله این اثرات منفی می‏توان به آسیب به غشا، عدم تعادل مواد غذایی، مهار آنزیمی و اختلال متابولیکی در گیاه اشاره کرد که در نهایت منجر به مرگ گیاه می‏شود (6). گیاهان در هنگام مواجه شدن با تنش‏ها گاهی در جهت کاهش خسارات وارده، میزان فعالیت آنزیم‏های آنتی‏اکسیدانتی را افزایش می‏دهند که از جمله این آنزیم‏ها می‏توان به کاتالاز، آسکوربات پراکسیداز، گایاکول پراکسیداز و... اشاره نمود که نقش مهمی در غیرفعال کردن رادیکال‫های آزاد اکسیژن در گیاه دارند (4). تنش شوری سبب افزایش فعالیت آنزیم کاتالاز و پراکسیداز و کاهش غلظت پروتئین در گیاه دارویی آویشن دنائی شد (7). همچنین در شرایط تنش میزان پروتئین محلول در گیاه دارویی نعناع فلفلی کاهش یافت (8).

پلیمرهای سوپرجاذب ترکیباتی هیدروکربنی و جاذب آب بوده که به‫دلیل داشتن اتصالات عرضی در شبکه پلیمری خود، جذب آب و تورم در آن‫ها باعث انحلال و یا تغییر ساختمان آن‫ها نمی‏شود (9). این ترکیبات موادی غیرسمی و بی­خطر بوده که تا چندین سال استحکام خود را حفظ می‏کنند و بعد از این زمان در اثر تجزیه میکروبی و یا در اثر نور خورشید به آب، دی اکسید کربن، آمونیوم و پتاسیم تجزیه می‏شوند (10). این ترکیبات قادرند آب جذب شده در ساختمان خود را در اختیار ریشه قرار داده و از تنش خشکی ناشی از شوری بدین طریق جلوگیری کنند (11). همچنین پلیمرهای سوپرجاذب دارای انواع کاتیونی و آنیونی بوده و نوع آنیونی آن به‫علت دارا بودن ظرفیت تبادل کاتیونی بالا در کشاورزی کاربرد دارد و قادر است یون سدیم را در ساختمان خود تا حدی نگه­داشته و از غلظت این یون در اطراف ریشه گیاه بکاهد و تنش شوری را کاهش دهد (12). کاربرد سوپرجاذب‏ها در شرایط تنش سبب کاهش فعالیت آنزیم‏های سوپراکسید دیسموتاز و کاتالاز در گیاه یونجه شد (13).

ریحان (Ocimum basilicum) گیاهی با سابقه کشت بیش از 3000 سال و متعلق به خانواده نعناعیان (Lamiaceae) می‏باشد که از قدیم توسط مردم در مراسم مذهبی و سنتی مورد استفاده قرار می‏گرفته است (14). این گیاه یک‫ساله، علفی، معطر و به ارتفاع 30 تا 60 سانتی‏متر می‏باشد (15). ریحان به‫علت دارا بودن اسانس دافع حشرات است و ضد انگل، ضد باکتری و آنتی­اکسیدان شناخته می‎شود؛ از این گیاه در صنایع آرایشی و بهداشتی و همچنین عطرسازی و محصولات دهان و دندان استفاده می‎‏شود (16). ریحان به­صورت سنتی از قدیم برای درمان سرفه، اسهال، ناراحتی­های کلیوی، بزرگ شدن طحال و ضد نفخ استفاده می‏شده است. این گیاه دارای عطر خوبی است و از این رو اشتها آور است، برای این گیاه اثرات ضد سرطانی و تحریک کننده سیستم ایمنی گزارش شده است، ریحان درمان کننده نیش حشرات و از بین برنده جوش و آکنه می‏باشد (17). همچنین در درمان نقرس، روماتیسم، سوء هاضمه، نفخ شکم، سرماخوردگی، آنفولانزا موثر شناخته شده است و این گیاه آرام بخش و تقویت کننده سیستم عصبی است (17).

از آنجایی‫که تنش شوری، تنش خشکی را نیز در پی دارد لذا رفع این مسئله از دیرباز مورد توجه کشاورزان بوده است و یکی از راهکارهای کاهش تنش شوری و خشکی ناشی از آن استفاده از پلیمرهای سوپرجاذب به‫عنوان اصلاح کننده خاک می‏باشد؛ با توجه به این موارد و با توجه به اینکه روز به روز میزان آب‏های شور در حال افزایش است و همچنین با توجه به بررسی‏‏ها انجام شده و به‫علت عدم وجود تحقیقی در این زمینه به‫خصوص در گیاهان دارویی از جمله ریحان که گیاهی حساس به شوری و خشکی می‏باشد. در این تحقیق به بررسی اثر سه نوع پلیمر سوپرجاذب بر میزان پروتئین محلول، مالون‏دی‏آلدئید، فعالیت آنزیم‏های آنتی‫اکسیدانتی و تولید اسانس در گیاه ریحان رقم کشکنی لولو تحت تنش شوری پرداخته شد.

 

مواد و روش‌ها

به‫منظور بررسی اثر سه نوع پلیمر سوپرجاذب بر میزان پروئین محلول، مالون‏دی‏آلدئید، فعالیت آنزیم‏های آنتی‫اکسیدانتی و تولید اسانس گیاه ریحان در دو چین مختلف برداشت تحت تنش شوری آزمایشی گلدانی در گلخانه تحقیقاتی دانشگاه فردوسی مشهد در سال 1396 انجام شد. گلخانه دارای رطوبت نسبی 75-80 درصد و دمای 22 تا 28 درجه سانتی‏گراد (روز- شب) بود. آزمایش به‫صورت فاکتوریل بر پایه طرح کاملا تصادفی با 4 سطح شوری آب آبیاری (صفر، 40، 80  و120 میلی‏مولار) و 4 سطح سوپرجاذب (عدم کاربرد، آکوازورب، تراکوتم و استاکوزورب) در سه تکرار بود. بذور ریحان رقم کشکنی لولو (Ocimum basilicum cv. Keshkeni luvelu) ابتدا در سینی کشت حاوی نسبت مساوی کوکوپیت و پرلیت کاشته شدند و سپس تعداد 5 نشاء ­ در مرحله 4 برگی به گلدان‏هایی به قطر دهانه 30 و ارتفاع 40 سانتی‏متر انتقال یافتند. گلدان‏ها حاوی خاکی با بافت لومی- شنی، هدایت الکتریکی 09/4 دسی زیمنیس بر متر و اسیدیته 55/7 بودند. میزان نیتروژن، فسفر و پتاسیم موجود در خاک به‫ترتیب 057/0 درصد، 6/24 و 202 میلی‏گرم در کیلوگرم خاک بود. پلیمرهای سوپرجاذب به‫میزان 2 گرم در کیلوگرم خاک قبل از کشت به خاک اضافه و به‫خوبی مخلوط شدند. تیمارهای شوری همراه با آب آبیاری از کمترین غلظت اعمال شد. به‫منظور عدم تجمع نمک آبشویی هر 10 روز یکبار با آب شور در غلظت نمک مشابه هر تیمار انجام شد. در مرحله 80 درصد گلدهی نمونه‏برداری جهت اندازه­گیری صفات انجام و گیاهان از گره دوم برداشت شدند. تیمارهای شوری همچنان به‫مدت 60 روز دیگر ادامه یافت و نمونه­برداری برای اندازه­گیری صفات در چین دوم نیز صورت گرفت و صفات مورد مطالعه مجدد اندازه‏گیری شدند. در چین دوم برداشت به‫علت طولانی شدن دوره تنش، گیاهان قادر به تحمل بالاترین سطح شوری (120 میلی‏مولار) نبودند و از بین رفتند و صفات ذکر شده در چین دوم برداشت تنها در سه سطح باقیمانده اندازه‏گیری شد. صفات مورد مطالعه شامل پروتئین محلول، آنزیم‏های آنتی­اکسیدانتی (کاتالاز، آسکوربات پراکسیداز، گایاکول پراکسیداز، سوپراکسید دیسموتاز، پلی­فنل اکسیداز)، میزان مالون­دی آلدئید و تولید اسانس بود.

پروتئین محلول (Soluble protein): برای سنجش میزان پروتئین کل در گیاه، به لوله­های آزمایش 5 میلی‏لیتر معرف بیوره و سپس100 میکرو‏لیتر عصاره پروتئینی افزوده و به‫سرعت هم زده شد. پس از گذشت 5 دقیقه جذب آن در طول موج 595 نانومتر با دستگاه اسپکتروفتومتر (مدل Bio Quest C250)  خوانده شد. غلظت پروتئین با استفاده از منحنی استاندارد آلبومین محاسبه شد (18).

آنزیم کاتالاز: فعالیت آنزیم کاتالاز را از روی تغییرات غلظت پراکسید هیدروژن در طول موج 240 نانومتر ارزیابی می‏کنند (19). جهت اندازه­گیری، مخلوط واکنش (3 میلی‏لیتر) شامل بافر فسفات پتاسیم 50 میلی‏مولار، آب اکسیژنه 15 میلی‏مولار و 100 میکرولیتر عصاره آنزیمی تهیه شد که با اضافه کردن آب اکسیژنه به مخلوط واکنش، واکنش شروع و کاهش در جذب آب اکسیژنه در مدت 30 ثانیه در طول موج 240 نانومتر با دستگاه اسپکتروفتومتر اندازه‏گیری شد. برای محاسبه واحد آنزیمی از ضریب خاموشی معادل mM-1 Cm-140 استفاده شد.

آنزیم آسکوربات پراکسیداز: مخلوط واکنش جهت اندازه‫گیری فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز (APX) شامل بافر فسفات 50 میلی‏مولار (pH= 7)، آسکوربات 5/0 میلی‏مولار، آب اکسیژنه 1/0 میلی‏مولار و 150 میکرولیتر عصاره آنزیمی بود تا واکنش اکسیداسیون توسط آنزیم موجود در بافت گیاهی انجام گردد. فعالیت (APX) بر اساس اکسیداسیون اسید آسکوربیک و کاهش در جذب در طول موج 290 نانومتر به مدت 2 دقیقه اندازه‏گیری شد. برای محاسبه واحد آنزیمی از ضریب خاموشی معادل mM-1 Cm-18/2 استفاده شد (20).

گایاکول پراکسیداز: فعالیت آنزیم گایاکول پراکسیداز (GPX) با استفاده از پیش ماده گایاکول اندازه‏گیری شد. در این روش 3 میلی‏لیتر مخلوط واکنش شامل 77/2 میلی‏لیتر بافر فسفات پتاسیم 50 میلی‏مولار (pH=7)، 100 میکرولیتر آب اکسیژنه یک درصد، 100 میکرولیتر گایاکول 2 درصد و 30 میکرولیتر عصاره آنزیمی بود. افزایش جذب به دلیل اکسیداسیون گایاکول در طول موج 470 نانومتر به‫مدت 3 دقیقه اندازه‏گیری شد (21). مقدار تتراگایاکول تولید شده با استفاده از ضریب خاموشی mM-1 Cm-15/25 محاسبه شد.

آنزیم سوپراکسید دیسموتاز: سنجش فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز(SOD)  به کمک سنجش مهار احیای نوری نیتروبلوتترازولیوم (NBT) در طول موج 560 نانومتر انجام شد (22).

آنزیم پلی­فنل اکسیداز: جهت سنجش فعالیت آنزیم پلی­فنل اکسیداز (PPO) از پیروگالل به عنوان پیش ماده آنزیم استفاده شد. مخلوط واکنش شامل 5/2 میلی‏لیتر بافر فسفات پتاسیم 50 میلی‏مولار (pH=7)، 200 میکرولیتر پیروگالل 02/0 مولار و 100 میکرولیتر عصاره آنزیمی بود. جذب نمونه­ها در طول موج 420 نانومتر و بعد از سه دقیقه در دستگاه اسپکتروفتومتر خوانده شد. برای محاسبه واحد آنزیمی از ضریب خاموشی معادل  mM-1 Cm-12/6 استفاده شد (23).

مالون­دی آلدئید: به‫منظور اندازه‏گیری غلظت مالون­دی آلدئید (MDA)، به 1 میلی‏لیتر از عصاره تهیه شده از گیاه 1 میلی‏لیتر محلول 5/0 درصد (W/V) اسید تیوباربیتیوریک که حاوی اسید تری کلرواستیک 20 درصد است اضافه کرده و به‫مدت 30 دقیقه در حمام آب گرم با دمای 95 درجه سانتی‏گراد قرار داده شد. سپس به‫منظور متوقف کردن واکنش به سرعت بعد از حمام گرم به حمام سرد به‫مدت 30 دقیقه انتقال داده شد. مخلوط سرد شده با 1000 دور در دقیقه به مدت 10 دقیقه سانتریفیوژ شد و میزان جذب در دستگاه اسپکتروفتومتر در دو طول موج 520 و 600 نانومتر قرائت شد و در محاسبه مقدار (MDA) ضریب خاموشی معادل mM-1 Cm-1155 لحاظ شد (24). 

تولید اسانس: اسانس پیکررویشی خشک گیاهان به روش تقطیر با آب و به‫وسیله دستگاه کلونجر به‫مدت 3 ساعت استخراج شد. مقدار تولید اسانس در واحد گلدان با حاصل‫ضرب میزان اسانس در وزن خشک اندام هوایی بوته‏های هر گلدان محاسبه شد.  قابل ذکر است که در چین دوم برداشت به‫علت کم بودن میزان نمونه گیاهی اسانس­گیری تنها از نمونه‏های باقیمانده در سطوح 0 و 40 میلی‏مولار شوری انجام شد و تولید اسانس آن‫ها محاسبه شد.

آنالیز داده­ها

داده‏ها توسط نرم افزار Minitab 17 و با روش آنالیز واریانس دوطرفه مورد تجزیه و تحلیل قرار گرفتند و مقایسه میانگین­ها با استفاده از آزمون Bonnferroni در سطح احتمال 5 درصد انجام گرفت. همبستگی بین صفات با نرم‏افزار SPSS محاسبه شد.

 

نتایج

نتایج تجزیه وارایانس اثرات متقابل شوری و سوپرجاذب در هر دو چین برداشت بر تمامی صفات مورد مطالعه در این تحقیق به جز مالون‏دی‏آلدئید که در چین اول برداشت معنی­دار نشد. در سطح احتمال 1 درصد معنی‏دار شد و در مورد مالون­دی آلدئید در چین اول برداشت نتایج تجزیه واریانس نشان داد که اثر ساده شوری در سطح احتمال 5 درصد و اثر ساده سوپرجاذب در سطح احتمال 1 درصد بر آن معنی‏دار شد (جدول 1و2). همچنین نتایج تجزیه واریانس داده‫ها نشان داد که اثر متقابل شوری و سوپرجاذب در سطح احتمال 1 درصد در چین اول برداشت بر تولید اسانس معنی‏دار شد؛ اما در چین دوم برداشت تنها اثر ساده سوپرجاذب در سطح احتمال 1 درصد بر آن معنی‏دار شد (جدول 1و2).

 

 

 

جدول1: تجزیه واریانس اثر برهمکنش تنش شوری و سوپرجاذب بر صفات مورد مطالعه در گیاه ریحان رقم کشکنی لولو در چین اول برداشت

 

منابع تغییرات

درجه آزادی

 

میانگین مربعات

پروتئین محلول

کاتالاز

گایاکول پراکسیداز

آسکوربات پراکسیداز

سوپراکسید دیسموتاز

پلی فنل اکسیداز

مالون­دی آلدئید

تولید اسانس

شوری

3

0001/0**

0017/0**

047/0**

72/6**

41/35**

000002/0**

5/2067*

96/0**

سوپرجاذب

3

00007/0**

0008/0**

009/0**

85/7**

6/3**

000001/0**

4/8085**

04/0ns

شوری× سوپرجاذب

9

00002/0**

0010/0**

011/0**

83/3**

06/1**

000001/0**

6/960ns

34/0**

خطا

32

000001/0

000011/0

0005/0

32/0

14/0

0000000/0

1/336

01/0

ضریب تغییرات

 

25/19

75/16

10/18

06/12

59/10

70/14

28/10

58/13

                     

**و*و ns به‫ترتیب  معنی‏دار در سطح 1 و 5 درصد و بدون اختلاف معنی‏دار

 

جدول2: تجزیه واریانس اثر برهمکنش تنش شوری و نوع سوپرجاذب بر صفات مورد مطالعه در گیاه ریحان رقم کشکنی لولو در چین دوم برداشت

منابع تغییرات

درجه آزادی

 

میانگین مربعات

پروتئین محلول

کاتالاز

گایاکول پراکسیداز

آسکوربات پراکسیداز

سوپراکسید دیسموتاز

پلی فنل اکسیداز

مالون دی آلدئید

تولید اسانس

شوری

2

00002/0**

0012/0**

212/0**

1/1*

**05/110

1/2**

7/6641**

36/0ns

سوپرجاذب

3

00007/0**

0056/0**

075/0**

35/3**

**21

7/6**

7/1839**

97/1**

شوری× سوپرجاذب

6

00001/0**

0011/0**

019/0**

32/3**

**81/28

5/4**

4/668**

25/0ns

خطا

24

000001/0

00014/0

006/0

19/0

97/0

17/0

46/3

091/0

ضریب تغییرات

 

99/12

92/19

01/15

90/14

20/17

44/16

78/10

72/15

                     

**و*و ns به‫ترتیب  معنی‏دار در سطح 1 و 5 درصد و بدون اختلاف معنی‏دار

 

 

پروتئین محلول

نتایج حاصل از مقایسه میانگین داده­ها نشان داد که بیشترین میزان پروتئین محلول در چین اول برداشت (017/0 میلی‏گرم در گرم وزن تر برگ) در تیمار بدون شوری و عدم کاربرد سوپرجاذب‏ها مشاهده شد که تفاوت معنی‏داری با کاربرد سوپرجاذب تراکوتم نداشت (شکل 1-a)، اما در چین دوم برداشت بیشترین میزان آن (014/0 میلی‏گرم در گرم وزن تر برگ) در تیمار بدون شوری و کاربرد سوپرجاذب تراکوتم مشاهده شد (شکل 1- b). کمترین میزان پروتئین محلول به‫ترتیب در چین اول و دوم برداشت به‫میزان  003/0 و 0059/0 میلی‏گرم در گرم وزن تر برگ در بالاترین سطح شوری (در چین اول بالاترین سطح شوری 120 میلی‏مولار و در چین دوم به‫علت افزایش طول دوره تنش و از بین رفتن گیاهان در تیمار 120 میلی‏مولار، شوری 80 میلی‏مولار به‫عنوان بالاترین سطح شوری در نظر گرفته شد) و عدم کاربرد سوپرجاذب‏ها مشاهده شد و سوپرجاذب تراکوتم به‫ترتیب در چین اول و دوم برداشت سبب افزایش 66/166 و 2/32 درصدی این صفت در این سطوح از شوری شد (شکل 1- a و 1- b).

 

 

 

شکل1. مقایسه میانگین اثر متقابل شوری و سوپرجاذب بر میزان پروتئین ریحان رقم کشکنی لولو در چین اول (a) و دوم (b) برداشت

* ستون‏ها دارای حداقل یک حرف مشترک تفاوت معنی‏داری ندارند.

 

 

نتایج همبستگی بین صفات نشان داد که در چین دوم برداشت بین میزان پروتئین و آنزیم آسکوربات پراکسیداز همبستگی منفی (753/0-) در سطح احتمال یک درصد وجود دارد (جدول4).

کاتالاز (CAT)

 با افزایش تنش شوری میزان فعالیت آنزیم کاتالاز افزایش یافت به طوریکه بیشترین میزان آن در چین اول برداشت (093/0 واحد بین المللی در میلی‏گرم پروتئین) در تیمار شوری 120 میلی‏مولار و عدم کاربرد سوپرجاذب‏ها مشاهده شد وکاربرد سوپرجاذب‏ها با کاهش اثرات شوری سبب کاهش معنی‏دار این صفت شد و در این میان کاربرد سوپرجاذب آکوازورب با کاهش 68/52 درصدی فعالیت این

 

 

آنزیم بیشترین تاثیر را در بین سوپرجاذب‏های مورد مطالعه در این تحقیق داشت (شکل2- a). در چین دوم برداشت بیشترین فعالیت آنزیم کاتالاز (096/0 واحد بین المللی در میلی‏گرم پروتئین) در تیمار شوری 80 میلی‏مولار و عدم کاربرد سوپرجاذب‏ها مشاهده شد (شکل 2- b). کمترین میزان فعالیت آنزیم کاتالاز در چین اول برداشت (018/0 واحد بین المللی در میلی‏گرم پروتئین) در تیمار بدون شوری و کاربرد سوپرجاذب آکوازورب مشاهده شد که تفاوت معنی‏داری با دو سوپرجاذب دیگر نداشت (شکل2- a) و در چین دوم برداشت (011/0 واحد بین المللی در میلی‏گرم پروتئین) در تیمار بدون شوری و کاربرد سوپرجاذب تراکوتم مشاهده شد (شکل2- b) .

 

 

 

 

 

 

شکل2: مقایسه میانگین اثر متقابل شوری و سوپرجاذب بر فعالیت کاتالاز ریحان رقم کشکنی لولو در چین اول (a) و دوم (b) برداشت

* ستون‏ها دارای حداقل یک حرف مشترک تفاوت معنی‏داری ندارند.

 

گایاکول پراکسیداز (GPX): نتایج نشان داد که بیشترین میزان فعالیت آنزیم گایاکول پراکسیداز در چین اول برداشت (29/0 واحد بین المللی در میلی‏گرم پروتئین) در شوری 120 میلی‏مولار و عدم کاربرد سوپرجاذب‏ها مشاهده شد و کاربرد سوپرجاذب‏ها در این شرایط سبب کاهش فعالیت این آنزیم شدند که در این خصوص دو سوپرجاذب تراکوتم و آکوازورب موثرتر بودند (شکل3- a). در چین دوم برداشت نیز بیشترین فعالیت این آنزیم (08/0 واحد بین المللی در میلی‏گرم پروتئین) در تیمار شوری 80 میلی‏مولار و عدم کاربرد سوپرجاذب‏ها مشاهده شد که سوپرجاذب تراکوتم سبب کاهش 10/73 درصدی این آنزیم شد (شکل 3 – a و 3- b).

 

 

 

شکل3: مقایسه میانگین اثر متقابل شوری و سوپرجاذب بر فعالیت گایاکول پراکسیداز ریحان رقم کشکنی لولو در چین اول (a) و دوم (b) برداشت

*ستون‏ها دارای حداقل یک حرف مشترک تفاوت معنی‏داری ندارند.

 

 

آسکوربات پراکسیداز (APX)

سوپرجاذب تراکوتم در چین اول برداشت در بالاترین سطح شوری (120 میلی‏مولار کلرید سدیم) فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز را 07/68 درصد نسبت به شاهد کاهش داد (شکل4- b). بیشترین فعالیت این آنزیم در چین دوم برداشت (6/3 واحد بین المللی در میلی‏گرم پروتئین) در تیمار شوری 80  میلی‏مولار و عدم کاربرد سوپرجاذب‏ها مشاهده شد و کاربرد سوپرجاذب‏ها توانست سبب کاهش معنی‏دار این صفت شود (شکل4- b).

 

 

 

شکل4: مقایسه میانگین اثر متقابل شوری و سوپرجاذب بر فعالیت آسکوربات پراکسیداز ریحان رقم کشکنی لولو در چین اول (a) و دوم (b) برداشت

* ستون‏ها دارای حداقل یک حرف مشترک تفاوت معنی‏داری ندارند.

 

 

سوپراکسید دیسموتاز (SOD)

 در چین اول برداشت بیشترین فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز (83/7 واحد بین المللی در میلی‏گرم پروتئین) در تیمار شوری 120 میلی‏مولار و کاربرد سوپرجاذب استاکوزوب مشاهده شد و این در حالی بود که فعالیت این آنزیم در تیمار شاهد (بدون کاربرد سوپرجاذب­ها) کمتر از تیمارهای سوپرجاذب در این سطح از شوری بود (شکل 5- a). کمترین فعالیت این آنزیم (05/2 واحد بین المللی در میلی‏گرم پروتئین) در تیمار بدون شوری و کاربرد سوپرجاذب تراکوتم مشاهده شد (شکل 5- a). بیشترین فعالیت این آنزیم در چین دوم برداشت (89/10 واحد بین المللی در میلی‏گرم پروتئین) در تیمار شوری 80 میلی‏مولار و عدم کاربرد سوپرجاذب‏ها مشاهده شد و کاربرد سوپرجاذب‏ها سبب کاهش معنی‏دار این صفت شد (شکل 5- b).  همچنین نتایج همبستگی نشان داد که در چین دوم برداشت با افزایش فعالیت آنزیم گایاکول پراکسیداز بر میزان فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز نیز افزوده می‎‏شود که این امر وجود همبستگی مثبت (848/0) در سطح احتمال یک درصد بین این دو صفت را به اثبات می‏رساند (جدول4).                            .    

 

 

 

شکل5: مقایسه میانگین اثر متقابل شوری و سوپرجاذب بر فعالیت سوپراکسید دیسموتاز ریحان رقم کشکنی لولو در چین اول (a) و دوم (b) برداشت

* ستون‏ها دارای حداقل یک حرف مشترک تفاوت معنی‏داری ندارند.

 

 

پلی‏فنل اکسیداز (PPO)

 بیشترین فعالیت آنزیم پلی‏فنل اکسیداز (0028/0 واحد بین المللی در میلی‏گرم پروتئین) در چین اول برداشت در تیمار شوری 120 میلی‏مولار و عدم کاربرد سوپرجاذب‏ها مشاهده شد و کاربرد سوپرجاذب‏ها توانست از میزان فعالیت

 

 

آن بکاهد که در این میان کاربرد سوپرجاذب آکوازورب موثرتر بود (شکل 6- a). در چین دوم برداشت بیشترین فعالیت آن (79/4 واحد بین المللی در میلی‏گرم پروتئین) در تیمار شوری80 میلی‏مولار و عدم کاربرد سوپرجاذب‏ها مشاهده شد و کاربرد سوپرجاذب تراکوتم سبب کاهش معنی‏دار این صفت شد (شکل6- b).

 

 

شکل6: مقایسه میانگین اثر متقابل شوری و سوپرجاذب بر فعالیت پلی فنل اکسیداز ریحان رقم کشکنی لولو در چین اول (a) و دوم (b) برداشت

*ستون‏ها دارای حداقل یک حرف مشترک تفاوت معنی‏داری ندارند.

 

مالون­دی ‏آلدئید (MDA)

در چین اول برداشت نتایج مقایسه میانگین اثر ساده شوری بر میزان مالون دی آلدئید نشان داد بیشرین میزان مالون‏ دی ‏آلدئید (3/80 واحد بین المللی در میلی‏گرم پروتئین) مربوط به تیمار شوری 120 میلی‏مولار بود. همچنین اثر ساده سوپرجاذب بر این صفت نشان داد که کمترین میزان مالون‏ دی ‏آلدئید در تیمار سوپرجاذب آکوازوب مشاهده شد (شکل 7 -a و7- b).

 

 

 

شکل7: اثر ساده شوری (a) و سوپرجاذب (b) بر میزان مالون دی آلدئید  ریحان رقم کشکنی لولو تحت تنش شوری در چین اول برداشت

*ستون‏ها دارای حداقل یک حرف مشترک تفاوت معنی‏داری ندارند.

 

 

در چین دوم برداشت اثر متقابل شوری و سوپرجاذب نشان داد که بیشترین میزان مالون ‏دی ‏آلدئید (9/135 واحد بین المللی در میلی‏گرم پروتئین) در تیمار شوری 80 میلی‏مولار و عدم کاربرد سوپرجاذب‏ها حاصل شد و کاربرد سوپرجاذب‫ها به‫خصوص تراکوتم سبب کاهش‏معنی‏دار این

 

 

صفت شد (شکل 8). با افزایش شوری میزان مالون دی‏آلدئید و به‫دنبال آن فعالیت آنزیم‏های گایاکول پراسکیداز، آسکوربات پراسکسیداز و سوپراکسید دیسموتاز افزایش یافت که این موارد به‫ترتیب از نتایج همبستگی مثبت و معنی­دار این آنزیم‏ها ((751/0 در چین اول) و (789/0 در چین دوم))، (743/0) و (663/0) با مالون‏‏دی‏آلدئید به‫دست آمد (جدول 3و4).

 

 

 

شکل 8: مقایسه میانگین اثر متقابل شوری و سوپرجاذب بر میزان مالون دی آلدئید ریحان رقم کشکنی لولو در چین دوم برداشت

* ستون‏ها دارای حداقل یک حرف مشترک تفاوت معنی‏داری ندارند.

 

 

تولید اسانس

نتایج نشان داد که در چین اول برداشت بالاترین تولید اسانس در شرایط بدون شوری و کاربرد سوپرجاذب تراکوتم حاصل شد (شکل 9-  a). در چین دوم برداشت تولید سانس در دو سطح 0 و 40 میلی‏مولار شوری با هم مقایسه شد و نتایج نشان داد که تنها اثر ساده سوپرجاذب‏ها بر آن معنی‏دار شد و بیشترین تولید اسانس با کاربرد سوپرجاذب تراکوتم به‫دست آمد (شکل 9- b).

 

 

 

شکل 9: مقایسه میانگین اثر متقابل شوری و سوپرجاذب در چین اول برداشت (a) و اثر ساده سوپرجاذب (b) در چین دوم براشت بر تولید اسانس ریحان رقم کشکنی لولو

 

 

 

جدول3: مقادیر ضرایب همبستگی صفات مورد مطالعه در این تحقیق در چین اول برداشت

7

6

5

4

3

2

1

صفات

 

 

 

 

 

 

1

1- پروتئین

 

 

 

 

 

1

465/0

2- کاتالاز

 

 

 

 

1

554/0*

444/0

3- گایاکول پراکسیداز

 

 

 

1

598/0*

525/0*

071/0-

4- آسوربات پراکسیداز

 

 

1

288/0

583/0*

080/0

235/0

5- سوپراکسید دیسموتاز

 

1

384/0

265/0

399/0

206/0

130/0-

6- پلی فنل اکسیداز

1

227/0

393/0

452/0

751/0**

399/0

393/0

7- مالون دی آلدئید

*و ** به‫ترتیب معنی‫دار در سطح احتمال 5 و 1 درصد

 

 

جدول4: مقادیر ضرایب همبستگی صفات مورد مطالعه در این تحقیق در چین دوم برداشت

7

6

5

4

3

2

1

صفات

 

 

 

 

 

 

1

1- پروتئین

 

 

 

 

 

1

070/0

2- کاتالاز

 

 

 

 

1

295/0

219/0-

3- گایاکول پراکسیداز

 

 

 

1

513/0

231/0-

753/0-**

4- آسوربات پراکسیداز

 

 

1

555/0

848/0**

240/0

208/0-

5- سوپراکسید دیسموتاز

 

1

059/0

469/0

197/0

330/0

433/0-

6- پلی فنل اکسیداز

1

491/0

663/0*

743/0**

789/0**

168/0

568/0-

7- مالون دی آلدئید

*و ** به‫ترتیب معنی‫دار در سطح احتمال 5 و 1 درصد

 

 

بحث

با افزایش تنش شوری میزان پروتئین محلول گیاه کاهش

 

معنی‏داری پیدا کرد که با  نتایج بدست آمده از گیاه دارویی

 Securigera securideca مطابقت دارد (25). این کاهش در میزان پروتئین را این گونه می‏توان اثبات نمود که تنش‏های غیرزنده از جمله تنش شوری سبب می‏شود تا از سنتز برخی از پروتئین‏ها جلوگیری شود و در مقابل سنتز برخی دیگر از آنها از جمله آنزیم‏های پروتئینی افزایش یابد ولی در مجموع میزان پروتئین محلول کل در گیاه کاهش می‏یابد (26). همچنین در هنگام بروز تنش‏ها به‫منظور تولید اسیدهای آمینه برای تنظیم اسمزی سلول، پروتئین‏های موجود در گیاه به وسیله آنزیم پروتئاز هیدرولیز می‏شوند و همین امر سبب کاهش پروتئین محلول در گیاهان از جمله گیاه مورد مطالعه در این تحقیق می‏شود (27). به‫طوری‫که تنش شوری سبب کاهش پروتئین محلول در گیاه کتان شد (28). همچنین در مطالعه‏ای نشان داده شد تنش شوری باعث کاهش پروتئین محلول و افزایش فعالیت آنزیم‏های سوپراکسید دیسموتاز، کاتالاز و گایاکول پراکسیداز در گیاه دارویی استویا شد که با نتایج حاصل از این تحقیق مطابقت دارد (29). در این پژوهش فعالیت آنزیم کاتالاز و پراکسیداز که نقش جاروب کنندگی پراکسید هیدروژن را دارند موازی با فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز که به‫عنوان اولین سد دفاعی در برابر رادیکال‏های آزاد اکسیژن می‏باشد؛ افزایش یافتند تا بدین طریق ترکیبات مضر گیاه را از بین برده و مقاوت گیاه به شرایط شوری بالا را افزایش دهند (30). به بیان دیگر در هنگام تنش شوری به دلیل بسته شدن روزنه‏ها، کاهش تثبیت دی‏اکسید‏کربن و در پی آن کاهش رشد گیاه و همچنین افزایش تنفس گیاه، گونه‏های فعال اکسیژن از جمله رادیکال سوپراکسید افزایش یافته و آنزیم‏هایی از جمله سوپراکسید دیسموتاز باعث تبدیل این رادیکال به پراکسید هیدروژن می‎‏شوند و سپس آنزیم کاتالاز و آسکوربات پراکسیداز قادرند پراکسید هیدروژن تولیدی در اندامک‏ها و سیتوزول را به آب و اکسیژن تبدیل کنند و اثرات مخرب آن را کاهش دهند و همین طور آنزیم گایاکول پراکسیداز نیز نقش مهمی در جاروب کردن این ترکیبات دارد (31 و 32).  این موارد افزایش فعالیت آنزیم‏های آنتی­اکسیدانتی در گیاه مورد مطالعه در این تحقیق را اثبات می‏کند. در این تحقیق با افزایش سطح شوری میزان مالون ‏دی‏ آلدئید در گیاه افزایش یافت که این افزایش می‏تواند ناشی از این باشد که رادیکال سوپراکسید تولیدی در حین تنش شوری از طریق پراکسیداسیون لیپیدهای موجود در غشا میزان مالون­ دی ‫آلدئید در گیاه را نیز افزایش می‏دهند که این امر به درستی در این تحقیق مشهود است چرا که مالون ­دی­ ‏آلدئید به‫عنوان نشانگر زیستی برای اندازه­گیری پراکسیداسیون لیپیدها شناخته می‏شود (33 و 34) و با توجه به این موارد و نتایج به‫دست آمده از این تحقیق، افزایش مالون ­دی ‏آلدئید در نتیجه افزایش میزان شوری در گیاهانی همچون زوفا (35)، مرزه (36) و ریحان (37) مشاهده شد. افزایش پراکسید هیدروژن در هنگام تنش موجب کاهش میزان رشد گیاه و همچنین، باعث پراکسیداسیون لیپیدها (افزایش مالون‏ دی ‏آلدئید) و آسیب­های غشایی می­شود و در این مرحله است که آنزیم کاتالاز وارد عمل شده و با تجزیه پراکسید هیدروژن به آب و اکسیژن اثرات مخرب آن را خنثی می­کند، در حقیقت حذف مقادیر اضافی پراکسید هیدروژن و دخالت در تنظیم مقادیر مناسب از  پراکسید هیدروژن به عهده آنزیم کاتالاز است (38). مطابق با نتایج حاصل از این پژوهش، در تحقیقی دیگر روی گیاه مرزه، افزایش در میزان فعالیت کاتالاز تحت تیمار شوری مشاهده شد (39). همچنین آنزیم پراکسیداز با ایفا کردن نقش الکترون‏دهندگی، از پراکسیداسیون هیدروژن برای اکسیداسیون انواع سوبستراهای آلی و غیرآلی استفاده می‏کند (40). این موارد افزایش آنزیم‏ها در این تحقیق را اثبات می‏کند. در گیاه پونه معطر به منظور افزایش مقاومت گیاه به تنش شوری، فعالیت آنزیم‏های آنتی­اکسیدانتی (سوپراکسید دیسموتاز، پلی فنل اکسیداز، کاتالاز و آسکوربات پراکسیداز) افزایش یافت (41) که این موارد با نتایج حاصل از این تحقیق مطابقت دارد. میزان آنزیم آسکوربات پراکسیداز و اغلب آنزیم‏های آنتی‏اکسیدانتی دیگر رابطه مستقیمی با طول زمان تنش دارد و نشان دهنده این امر می‏باشد که با طولانی شدن دوره تنش، فعالیت این آنزیم‏ها نیز تقویت می‏شود (42). مطابق با نتایج این تحقیق، فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز در گیاه دارویی ریحان تحت تنش شوری افزایش یافت (43). کاربرد سوپرجاذب‏ها تحت تنش شوری و خشکی ناشی از آن سبب کاهش فعالیت آنزیم‏های آنتی­اکسیدانتی می‏شود (44) که نتایج حاصل از این تحقیق نیز با آن مطابقت دارد. پلیمرهای سوپرجاذب دارای شبکه­های سه بعدی با پیوند عرضی می‏باشند که از طریق افزایش ظرفیت نگه‫داری آب، کاهش شستشوی مواد غذایی و میزان تبخیر از سطح خاک موجب افزایش عملکرد در شرایط معمولی و تنش می‏شوند و به این طریق باعث کاهش فعالیت آنزیم‏های آنتی­اکسیدانتی که مکانیسمی برای تحمل به تنش‏هاست می‏شوند (45). همچنین پلیمرهای سوپرجاذب قادرند تا حدودی یون‏های سمی سدیم و کلر را با یون‏های موجود در ساختمان خود جایگزین کرده و به این طریق نیز اثرات منفی تنش شوری را بکاهند (46). مطابق با نتایج این تحقیق، تنش شوری سبب کاهش تولید اسانس در گیاه دارویی نعناع فلفلی (47) و اسطوخودوس(48) شد که علت این کاهش را می‏توان کاهش سطح فتوسنتز کننده (به‫علت افزایش فعالیت پروکسیداسیون غشاء و در نتیجه افزایش مالون دی‏آلدئید) دانست چرا که اسانس­ها از گروه شیمیایی ترپن­ها بوده و به این دلیل که گلوکز به‫عنوان پیش ماده مناسب در سنتز اسانس و به‫ویژه منوترپن‫ها مطرح هست، فتوسنتز و تولید فرآورده­های فتوسنتزی ارتباط مستقیمی با تولید اسانس دارد (49). همچنین کاهش تولید اسانس را می­توان به‫دلیل صرف بیشتر انرژی در گیاه برای جذب آب در شرایط تنش، تغییر و افزایش غلظت پروتوپلاست، تغییر در مسیرهای تنفسی و مسیر فسفات­پنتوز مربوطه دانست که به نوعی در تولید آنزیم­های تولید کننده اسانس در گیاه اختلال ایجاد کرده و در نتیجه سبب کاهش تولید اسانس می‏شوند (50).

 

نتیجه­گیری

در پی ایجاد تنش شوری در گیاهان تنش اکسیداتیو هم ایجاد می‏شود که این امر ناشی از تولید مقادیر بالای گونه‏های فعال اکسیژن است. گیاهان برای مقاومت در برابر این تنش‏ها و درنتیجه زنده ماندن خود فعالیت آنزیم‏های آنتی­اکسیدانتی از جمله کاتالاز، آسکوربات پراکسیداز، گایاکول پراکسیداز، سوپراکسید دیسموتاز و پلی­فنل اکسیداز را در خود بالا برده و به این طریق این ترکیبات را هیدرولیز کرده و یا به بیرون از سلول جاروب می‏کنند و بنابراین در هنگام تنش شوری مقدار آن‫ها در گیاه افزایش می‏یابد. در مقابل کاربرد پلیمرهای سوپرجاذب از طریق در اختیار گذاشتن آب کافی برای گیاه و کاهش غلظت نمک‏ها در اطراف محیط ریشه گیاهان و همچنین جایگزین کردن یون‏های موجود در خود با یون‏های سمی سدیم و کلر از اثرات منفی تنش شوری کاسته و به این طریق فعالیت آنزیم­های آنتی‏اکسیدانتی را کاهش داده و از هیدرولیز بیشتر پروتئین‏های محلول جلوگیری می‏کنند. در این تحقیق مشاهده شد که با افزایش تنش شوری میزان فعالیت آنزیم­ها افزایش معنی‏داری پیدا کرد که با کاربرد سوپرجاذب‏ها به خصوص آکوازورب و تراکوتم از میزان آن‫ها کاسته شد. همچنین با افزایش شوری تولید اسانس ریحان کاهش یافت و کاربرد سوپرجاذب تراکوتم موجب افزایش آن شد. بنابراین می‏توان توصیه نمود تا از سوپرجاذب­ها در شرایط تنش شوری و خشکی به خصوص در مناطق خشک و نیمه خشک که اثرات شوری شدیدتر است برای بهبود اثرات مضر شوری و افزایش تولید اسانس ریحان استفاده نمود.

1.Parihar P, Singh S, Singh R, Singh VP, et al. Effect of salinity stress on plants and its tolerance strategies: a review. Environmental Science and Pollution Research. 2014;  22(6): 4056-75.

 

2. Munns R. Tester M. Mechanisms of salinity tolerance. Annu Rev Plant Physiol. 2008; 59: 651-681.

 

3. Tang W, Zeng W, Gong GM, Liang JL, et al. Impact of humic/fulvic acid on the removal of heavy metals from aqueous

 

solutions using nanomaterials: a review. Sci Total Environ. 2014; 468: 1014-1027.

 

4. Appel K, Hairt H. Reactive oxygen species: metabolism, oxidative stress and signal transduction. Annu Rev Plant Biol. 2004; 55: 373–399. 

 

5. Tavakkoli E, Rengasamy P, McDonald GK. High concentrations of Na+ and Cl– ions in soil solution have simultaneous detrimental effects on growth of faba bean under salinity stress. J Exp Bot. 2010; 61(15): 4449–4459.  

 

6. Hasanuzzaman M, Hossain MA, Fujita M. Exogenous selenium pretreatment protects rapeseed seedlings from cadmium-induced oxidative stress by up regulating the antioxidant defense and methylglyoxal detoxi fication systems. Biol Trace Elem Res. 2010; 149(2): 248-261.

 

7. Harati E, Kashefi B, Matinizadeh M. Investigation of reducing detrimantal effects of salt stress on morphological and physiological traits of (Thymus daenensis Celak.) through salicylic acid application. Plant Prod Technol. 2015; 16(2), 111-125.

 

8. Vatankhah E, Kalantari B, Andalibi B. Effect of methyl jasmonate on some physiological and biochemical responses of peppermint (Mentha piperita L.) under salt stress. J Plant Process Funct. 2015; 5(17), 157-171.

 

9. Abedi Kupai J, Mesforoush M. Evaluation of the application of superabsorbent polymer on yield, water use efficiency and storage of nutrients in greenhouse cucumber. Iran J Irrig Drain. 2009; 3(2): 100-111.

 

10. Fazeli Rostampour M, Yarnia M, Rahimzadeh Khoee F, Seghatoleslami MJ, et al. Physiological response of forage sorghum to polymer under water deficit conditions. Agron J. 2013; 105(4): 951-959.

 

11. Nykanen VPS, Nykanen A, Puska MA, Goulart-Silva G, et al. Dual-reponsive and super absorbing thermally cross-linked hydrogel based on methacrylate substituted polyphosphazene. Soft Matter. 2011; 7: 4414- 4424.

 

12. Mikkelsen RL. Using hydrophilic polymers to control nutrient release. Nutr Cycl Agroecosys. 1999; 38: 53-59.  

 

13. Mohammadi M, Habibi D, Ardakani MR, Asgharzade A. Effect of biological fertilizers, humic acid and superabsorbent polymer on chlorophyll content, lipid membrane and superoxide dismutase and catalase enzymes activity in annual plant species of alfalfa (Medicago scutellata) under under cadmium toxicity. J Agron Plant Breed. 2010; 6(2): 65-79.

 

14.Vieira RF, Grayer RJ, Paton A, Simon JE. Genetic diversity and inheritance of volatile oil constituent basil (Ocimum spp. Lamiaceae). Biochem. Syst. Ecol. 1999; 287-304.  

 

15.Omidbaigi, R. Production and processing of medicinal plants. Astane Ghodse Razavi Pub. 2004; PP: 348. (In Persian).

 

16. Labra M, Milele M, Ledda B, Grassi F, et al. Morphological characterization essential oil composition and DNA genotyping of Ocimum basilicum L. cultivars. Plant Sci. 2004; 167: 725 - 31.

 

17. Svoboda KP, Hampson JB. Bioactivity of essential selected oils of temperate aromatic plants: antibacterial, antioxidant, antiinflammatory and other related pharmacological activities. IENICA Conference, Specialty Chemicals for the 21st Century. Intermediary Products, Cosmetics, Perfumes, and Medicinal Applications. 1999; pp: 1-17.

 

18. Bradford MM. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal Biochem. 1976; 72(1-2): 248-254.

 

19. Dhindsa RS, Plumb-Dhindsa P, Thorpe, TA. Leaf senescence: correlated with increased levels of membrane permeability and lipid peroxidation, and decreased levels of superoxide dismutase and catalase. J Exp Bot. 1981; 32(1): 93-101.

 

20. Nakano Y, Asada K. Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate-specific peroxidase in spinach chloroplasts. Plant Cell Physiol. 1981; 22(5): 867-880.

 

21. Plewa MJ, Smith SR, Wagner ED. Diethyldithiocarbamate suppresses the plant activation of aromatic amines into mutagens by inhibiting tobacco cell peroxidase. Mutat Res-Fund Mol M. 1991; 247(1): 57-64.

 

22. Beauchamp C, Fridovich I. Superoxide dismutase: improved assays and an assay applicable to acrylamide gels. Anal Biochem. 1971; 44(1): 276-287.

 

23. Kar M, Mishra D. Catalase, peroxidase, and polyphenoloxidase activities during rice leaf senescence. Plant Physiol. 1976; 57(2): 315-319.

 

24. Davey MW, Stals E, Panis B, Keulemans J. et al. High-throughput determination of malondialdehyde in plant tissues. Anal Biochem. 2005; 347(2): 201-207.

 

25. Mirvakili F, Mosleh A, Sarafraz-Ardakani M, Sodaeizadeh H. The study of salinity stress influence on some morphological, biochemical and antioxidant responses of Securigera securidaca L. Eco- phytochemical Journal of Medicinal plants. 2018; 6(1): 32-43

 

26. Ericson MC. Alfinito SH, Proteins produced during salt stress in tobacco cell culture. Plant Physiol. 1984; 74(3): 506-509.

 

27. Parida AK, Das AB, Mittra B, Mohanty P. Salt-stress induced alterations in protein profile and protease activity in the mangrove Bruguiera parviflora. Zeitschrift fur Naturforschung C. Int J Biosci. 2004; 59(5-6): 408-414.

 

28. Jiang L, Duan L, Tian X, Wang B, et al. NaCl salinity stress decreased Bacillus thurigiensis (Bt) protein content of transgenic Bt cotton (Gussypium hirsutun L.) seedlings. Environ Exp Bot. 2006; 55: 315-320.

 

29. Najafi F, Khavarinejad RA, Rashidi M. Effect of sodium selenate on some antioxidant enzymes in sunflower plant under salt stress. J Plant Process Funct. 2015; 6(19): 351-36.

 

30. Caverzan A, Casassola A, Brammer, S.P. Antioxidant responses of wheat plants under stress. Genetic molecular and Biology. 2016; 39(1):16.

 

31. Comba ME, Benavides MP, Tomaro ML. Effect of salt stress on antioxidant defense system in soybean root nodules. Aust J Plant Physiol. 1998; 25: 665-671.

 

32. Michalak A. Phenolic compounds and their antioxidant activity in plants growing under heavy metal stress. Pol J Environ Stud. 2006; 15(4): 523-530.

 

33. Gunes A, Inal A, Alpaslan M, Eraslan F, et al. Salicylic acid induced changes on some physiological parameters symptomatic for oxidative stress and mineral nutrition in maize (Zea mays L.) grown under salinity. J Plant Physiol. 2007; 164(6): 728–736.

 

34. Mittler R. Oxidative stress, antioxidant and stress tolerance. Trends Plant Sci. 2002; 7(9): 405-410.

 

35. Jahantigh O, Najafi F, Naghdi Badi H.A. Study of some physiological parameters hyssop (Hyssopus officinalis) in the vegetative stage under the influence of salinity. Iranian Journal of Iran J Plant Biol. 2016; 27(1): 81-94.

 

36. Akbari S, Kordi S, Fatahi S, Ghanbari F. Physiological responses of Summer Savory under salinity stress. Inter J Agri Crop Sci. 2016. 5(2): 1702- 1708.

 

37. Delavari P, Baghizadeh A, Enteshari S, Kalantari KM, et al. The effects of salicylic acid on some of biochemical and morphological characteristic of Ocimum basilicucm under salinity stress. Australian Aust J Basic Appl Sci. 2010; 4(10), 4832-4845.

 

38. Sairam RK, Tyagi A. Physiology and molecular biology of salinity stress tolerance in plants. Curr Sci. 2004; 86: 407- 421.

 

39. firuzeh R, khavarinejad R, najafi F, saadatmand S. Effect of gibberellin on the activity of antioxidant enzymes in savory plant (Satureja hortensis L.) under salt stress. J Plant Process Fun. 2016; 5(16) :45-56.

 

40. Dinakar N, Nagajyothi PC, Suresh S, Damodharam T, et al. Cadmium induced changes on proline, antioxidant enzymes, nitrate and nitrite reductases in Arachis hypogeae L. J Environ Biol. 2009; 30(2): 289-294.

 

41. Merati MJ, Niknam V, Hassanpour H, Mirmasoumi M. Comparative effects of salt stress on growth andantioxidative responses in different organs of pennyroyal (Mentha pulegium L.). J Plant Res. (Iran Plant Biol.). 2015; 28(5): 1097-1107.

 

42. Koca H, Bor M, Ozdemir F, Turkan I. The effect of salt stress on lipid peroxidation, antioxidative enzymes and proline content of sesame cultivars. Environ Exp Bot. 2007; 60: 344-351.

 

43. Afshar M, Lanad Moghadam AR. Evaluation the effect of salicylic acid on some quantitative, qualitative and growth on salt stress in basil (Ocimum basilicum L.) plant. J Cell Mol Res. 2015; 28(5):  36-43.

 

44. Rahmani M, Habibi D, Shiranirad AH, Daneshian J. Effect of application of different concentrations of super absorbent polymer on the antioxidant enzymes activity in mustard medicinal plant. Environ Stresses Crop Sci. 2008; 1(1): 23-38.

 

45. Pawlowski A, Lejcus K, Garlikowski D, Orezesyna H. Geocomposite with superabsorbent as an element improving water availability for plants on slopes. Geophys Res Abst. 2009; 11: 1-2.

 

46. Shi Y, Li J, Shao J, Deng Sh, et al. Effects of Stockosorb and Luquasorb polymers on salt and drought tolerance of Populus popularis. Sci Hortic. 2010; 124(2): 268-273.

 

47. Khalvandi M, American MR, baradaran M, Gholami A. Piriformospora indica symbiotic effect on the quantity and quality of essential oils and some physiological parameters of peppermint (Mentha piperita) under salt stress. J Plant Proc Func. 2017; 6(21): 169-184.

 

48. Khorasani Nejad S, Soltanlu H, Hadian J, Atashi S. Effect of salinity stress on some apparent, quantitative and qualitative properties of essential oil in lavender. Iran J Horti Sci. 2016; 30(2): 209-216.

 

49. Niakan M, Khavarinejad R, Rezaei MB. Effect of three ratios of fertilizer N, P, K on fresh weight, dry weight, leaf area and the essential oil of peppermint (Mentha piperita L.). Med Aroma Plants Res 2005; 21(2): 148-131.

 

50. Afzali SFAD, Shariatmadari H, Hajiabbasi MA. Moatar F. 2007. Salinity and drought stresses effects on flower yield and flavonol-o-glycosides in Chamomile (Matricaria chamomilla L.). Iran J Med Aroma Plants 2009; 3(37): 382-390.