تاثیر IAA بر تحمل به تنش شوری گیاه‫چه‌های تنباکو ((Nicotiana plumbaginifolia در شرایط کشت در شیشه‬‬‬‬‬‬‬

نوع مقاله: علمی - پژوهشی

چکیده

هدف: هدف این مطالعه بررسی ارتباط بین IAA و برخی از شاخص‫های بیوشیمایی و فیزیولوژیکی به‫منظور تحمل به تنش شوری است.
مواد و روش‌ها: بذرها‫ی استریل تنباکو در محیط کشت MS کشت شدند. گیاه‫چه‌های تنباکو ((Nicotiana plumbaginifolia تکثیر شده در شرایط کشت بافت به‫مدت 4 هفته تحت تیمار  IAA  (ا میلی گرم در لیتر) و شوری (0، 100 و 200 میلی مولار) قرار گرفتند و بعد از 4 هفته برخی از شاخص‫های فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی نظیر کلروفیل، H2O2، پرولین، پروتئین، کربوهیدرات و آنتی‫اکسیدانت‫های آنزیمی اندازه گیری شدند.
نتایج: در تنش شوری افزایش H2O2 ،پرولین، آنتی اکسیدانت‌هایی مانند کاتالاز، سوپراکسید دیسموتاز و آسکوربات پراکسیداز  و بر عکس کاهش رنگیزه‌های فتوسنتزی‫،کربوهیدرات کربن و پروتئین کل مشاهده شد. در گیاه‫چه‌های تحت تنش شوری، تیمار اکسین باعث افزایش میزان پرولین و  H2O2 شد. کاهش رنگیزه‌های فتوسنتزی و کربوهیدرات محلول و آنزیم‌هایی مانند سوپراکسیددیسموتاز و آسکوربات پراکسیداز و پروتئین کل شد. اما میزان کاتالاز در حضور تیمار اکسین افزایش یافت. 
 نتیجه‌گیری: تیمار اکسین در گیاه‫چه‌های تنباکو به تغییر برخی از شاخص‫های فیزیولوژیکی بهبود تحمل تنش شوری را نشان می‫دهد.  
 

تازه های تحقیق

-

کلیدواژه‌ها


مقدمه

اکسین‌ها دسته‫ای از هورمون‌های گیاهی  هستند که نقش ضروری در هماهنگی فرایندهای رشدی چرخه زندگی گیاه ایفا می‌کنند و نام خود را از کلمه یونانی auxano به معنی رشد کردن می‫گیرند.  واژه اکسین برای مواد شیمیایی طبیعی و مصنوعی که رشد کولئوپتیل و ساقه را موجب می‫شود، استفاده می‫شود. اکسین در رشد گیاهان و تشکیل مریستم‌های راسی نقش دارد و برای تمایز ریشه ضروری هستند. همه اکسین‌ها‌‌ ترکیباتی با حلقه آروماتیک و گروه اسید کربوکسیلیک هستند (1). تصور می‫شود که اکسین پمپ پروتون غشا پلاسمایی را فعال و پروتون را از سیتوزول به آپوپلاست پمپ می‫کند، که در سست شدن دیواره سلولی و افزایش گسترش سلول نقش دارد (2).  در شرایط تنش شوری با اینکه توانایی گیاه برای مصرف آب کاهش می‌یابد (3)، اما فشار تورگر سلول عامل محدود کننده رشد نیست. علاوه بر این، نشان داده شده است که تورگر اندام‌های هوایی و رشد آن‌ها، در هیبریدهای مقاوم در برابر نمک در شرایط تنش شوری حفظ شده است، که به‫واسطه افزایش اسمولیت‌ها در عصاره اندام‌های هوایی صورت می‫گیرد. در شرایط تنش (خشکی و شوری)، سیستم ریشه‌ای خوب و گسترده می‫تواند تاثیر بسیاری را در گیاه داشته باشد (4). بهبود سیستم ریشه‫ای گیاه (افزایش طول و تعداد ریشه اولیه) نه تنها منجر به افزایش عملکرد گیاه در شرایط طبیعی می‫شود، بلکه توانایی تحمل گیاه به شوری و خشکی را افزایش می‫دهد (5). مشاهده شده که محدوده وسیعی از اکسین‌های مصنوعی می‫توانند موجب افزایش طویل شدن سلول‫ها در ساقه‌های لوبیا شوند. در محیط‌های شور به‫کارگیری یک یا مخلوطی از تنظیم کننده‌های رشد، از قبیل ایندول استیک اسید، ایندول بوتیریک اسید، نفتالین استیک اسید و 4-2 دی کلروفنوکسی استیک اسید، به‌صورت برگ پاشی و یا تیمار با بذر در القا و افزایش توان ریشه‌دهی و در نتیجه افزایش رشد گیاه آثار معنی‌داری در پی داشت (6).

نقش اکسین در غلبه بر تنش‌ها شناسایی شد است، تنش شوری می‫تواند بر هومئوستازی اکسین از طریق تغییر متابولیسم و توزیع آن اثر بگذارد (7). بر طبق تئوری رشد اسیدی، اسیدی شدن به‫واسطه ی اکسین در آپوپلاست برگ، برای افزایش توسعه دیواره سلولی ضروری می‌باشد (8) همچنین شواهدی نشان می‌دهد که ABA (آبسیزیک اسید) به‫واسطه IAA از طریق بتا اکسیداسیون‫، در مقاومت به شوری عمل می‫کند (9). اکسین‌ها اولین گروه هورمون‌های گیاهی هستند که پس از کشف به‫عنوان تنظیم کننده رشد و طویل کردن سلول استفاده شدند. بارزترین ویژگی اکسین‌ها، اثر بر رشد طولی سلول‫های ساقه، کلئوپتیل و ریشه است. با این حال، در تشکیل ریشه‌های جانبی و ریشه‌های نابجا، تقسیم سلولی در کشت بافت و در بیوسنتز پروتئین و  RNAهم نقش دارند، اعتقاد بر این است که اکسین با تغییراتی در بیان ژن موجب فعالیت‌های مذکور می‫شود (10). همچنین گزارش شده است هورمون‌های گیاهی ازجمله اکسین نقش مهمی را در تعدیل رشد گیاه بازی می‫کنند و کاربرد ایندول استیک اسید در ناحیه طویل شدن (Elongation zone) مهار رشد ریشه القا شده از طریق تنش را تعدیل می‫کند، که نشان دهنده نقش ایندول استیک اسید درمحافظت گیاه در برابر تنش‌ها می‫باشد. اکسین احتمالا نفوذپری غشا را برای انتشار آب افزایش می‫دهد که این عمل را یا از طریق فعال‫سازی پروتئین‌های موجود یا سنتز آنزیم‌‌‌‌‌‌های هیدرولیتیک انجام می‫دهد. هورمون‫های گیاهی از جمله اکسین نقش القای ژ ن‌های ویژه در سنتز پروتئین‌ها را دارند. همچنین گزارش شده که اکسین در گیاهان تحت تنش باعث افزایش میزان پرولین شده، که افزایش این متابولیت نشان‌دهنده نقش هورمون اکسین در پاسخ به تنش می‫باشد (11). 

با توجه اینکه نقش فیزیولوژیکی هورمون اکسین در میزان تحمل گیاه نسبت به تنش شوری به خوبی شناخته نشده است لذا، در این پژوهش گیاه‫چه‌های تنباکو به‫‫عنوان یک گیاه مدل تحت تیمار IAA قرار گرفتند تا با بررسی برخی از شاخص‫های بیوشیمیایی و رشد گیاه نفش اکسین در رابطه به شوری بهتر شناخته شود.

مواد و روش‌ها

کشت بذر و رشد گیاهچه: بذرهای تنباکوی تهیه شده از شرکت پاکان بذر اصفهان پس از استریل شدن روی محیط کشت MS (موراشیگ و اسکوگ) کشت شدند. سپس شیشه‌ها‫ی حاوی بذر در اتاق کشت با دمای 1±  25 درجه سانتی‫گراد و دوره نوری 16 ساعت روشنایی و 8 ساعت تاریکی و شدت نور 50 میکرمول فوتون بر مترمربع بر ثانیه قرار داده شدند. جهت بررسی و مقایسه مقاومت به شوری گیاه‫چه‌های تنباکو تکثیر شده در شرایط کشت بافت در محیط کشت حاوی نمک 100 و 200 میلی مولار نمک و IAA با غلظت یک میلی‫گرم در لیتر کشت شدند. (لازم به‫ذکر است که بر اساس آزمایشات اولیه از بین دامنه صفر تا 3 میلی‫مولار اکسین بهترین غلظت IAA  مقدار 1 میلی‫‫گرم بر لیتر انتخاب شد). محیط کشت بدون تیمار IAA و نمک به‫عنوان شاهد استفاده شد. گیاه‫چه‌های تنباکو بعد از 4 هفته جهت آنالیزهای لازم استفاده شدند. کلیه آزمایشات با حداقل 3 تکرار انجام شده و آنالیز واریانس داده‌ها با استفاده از نرم‌افزار SPSS انجام گرفت. مقایسه میانگین داده­ها بر اساس آزمون Dancan انجام و سطوح معنی­داری تیمار‌ها در سطح p≤0.05 محاسبه شد.

اندازهگیری وزن‌‌تر و خشک: پس از چهار هفته، گیاهچه‫های رشد یافته در غلظت‌‌های مختلف نمک و اکسین، از محیط کشت خارج شد و به‌منظور حذف آگار، ریشه­‌ها با آب مقطر شستشو داده شد و سپس به‫کمک کاغذ صافی خشک شد. وزن ­تر گیاه‫چه‫ها اندازه‌گیری شد. نمونه‌های وزن شده در مرحله قبل به‫مدت 48 ساعت در دمای 70 درجه سانتی‫گراد قرار گرفت و سپس وزن خشک آن‫ها اندازه گیری شد.

اندازه‌گیری H2O2:اندازه‌گیری H2O2 بر اساس روش Velikova و همکاران (12) صورت گرفت. ابتدا 100 میلی­گرم از بافت برگ تازه را با 5 میلی‌لیتر (تری کلرواستیک اسید)  TCA با غلظت 1/0 درصد در‌هاون چینی بر روی یخ ساییده شد. عصاره حاصل به‫مدت 15 دقیقه در rpm10000 درون سانتریفیوژ و در دمای 4  درجه سانتی‫گراد سانتریفیوژ شد. سپس 500 میکرولیتر از محلول رویی با 500 میکرولیتر بافر فسفات پتاسیم 100 میلی مولار با 7pH= و 1 میلی‌لیتر KI (پتاسیم یدور) یک مولار مخلوط شد و جذب نمونه‌ها در طول‌موج 390 نانومتر توسط کووت شیشه­ای و با دستگاه اسپکتروفتومتر مدل AE-UV1600 خوانده شدند.

 اندازه‌گیری پرولین:برای اندازه‌گیری پرولین از روش  Bates و همکاران (13) استفاده شد. در این روش ابتدا 30 میلی‌گرم از بافت‌های تازه برگ و ریشه گیاهان وزن شد. هر نمونه با 7/1 میلی‌لیتر اسید­سولفوسالیسیلیک 3 درصد (حجم/وزن) به‌خوبی ساییده شد. عصاره‌های حاصل درون اپندورف­های 5/1 میلی‌لیتری منتقل شده و به‫مدت 20 دقیقه در rpm 13000 سانتریفیوژ شد. سپس 1 میلی‌لیتر از محلول رویی برداشته و داخل لوله‌‌های آزمایش 10 میلی‌لیتری منتقل شد. بعد 1 میلی‌لیتر اسید استیک گلاسیال و 1 میلی‌لیتر معرف نین هیدرین به‫هر لوله اضافه شد. پس درب هر لوله با فویل آلومینیومی محکم بسته شد و لوله‌ها به‫مدت 1 ساعت در دمای 100 درجه سانتی‌گراد داخل بن ماری حرارت داده شدند. پس از خارج نمودن لوله‌ها از بن ماری و سرد شدن بر روی یخ، در زیر هود به‫هر لوله 2 میلی‌لیتر تولوئن اضافه شد. لوله‌ها به‫مدت 20 ثانیه به‌شدت مخلوط شد و سپس به‫مدت 15 دقیقه در شرایط آزمایشگاهی به‌صورت ثابت قرار داده شد. در این مرحله در لوله‌های آزمایش فاز آلی (قرمز) در بالا و فاز بی‌رنگ و شفاف در پایین تشکیل شد. و سپس از هر لوله 1 میلی‌لیتر از فاز بالایی برداشته و داخل کووت شیشه­ای ریخته شد. جذب‌‌ ترکیب رنگی هر نمونه در طول‌موج 520 نانومتر توسط دستگاه اسپکتروفتومتر مدل Shimadzu UV-160A ، ساخت کشور ژاپن، خوانده شد.

اندازه‌گیری کربوهیدرات محلول: به‫منظور اندازه­گیری کربوهیدرات­های محلول مقدار 10 میلی‌گرم بافت خشک از هر تیمار توزین شد و با 10 میلی‌لیتر آب مقطر گرم در ‌هاون سائیده شد و سپس با کمک کاغذ صافی صاف شد. سپس 50 میکرو لیتر از عصاره گیاهی استخراج شده را با 50 میکرو لیتر فنل 5 درصد وزنی مخلوط کرده و سپس 5/2 میلی‌لیتر اسیدسولفوریک غلیظ به‌‫صورت عمود بر سطح مایع به آن اضافه شد. این مخلوط به‫مدت 15 دقیقه در دمای محیط نگه‫داری شده و پس از آن جذب محلول در 490 نانومتر خوانده شد (14).

استخراج و سنجش رنگیزه‌های فتوسنتزی: میزان کلروفیل a و کلروفیل b و کلروفیل کل بر اساس روش  (1987) Lichtenthaler اندازه‫گیری شد (15). 100 میلی‌گرم از بافت‌‌تر برگ از هر تیمار وزن شد و سپس با استفاده از 2 میلی‌لیتر استون 80 درصد حجمی در محیطی تاریک و درروی یخ درون‌هاون چینی ساییده شد تا درنهایت محلولی همگن به‫دست آمد. سپس عصاره حاصل در دور rpm در دمای 4 درجه سانتی‫گراد به‫مدت 10 دقیقه سانتریفیوژ شد. سپس حجم محلول روشناور به‫کمک استون 80 درصد در لوله‌های آزمایش به 10 میلی‌لیتر رسانده شد. سپس جذب محلول به‌دست‌آمده به‫کمک دستگاه اسپکتروفتومتر مدل Shimadzu UV-160A، ساخت کشور ژاپن، درسه طول‌موج‌ 663 و 646 و 470 نانومتر به‌‌ترتیب برای کلروفیل a، کلروفیل b و کاروتنوئید‌ها خوانده شد و از استون 80 درصد به‫‫عنوان محلول شاهد استفاده شد. میزان کلروفیل a و کلروفیل b و کلروفیل کل و کاروتنوئید طبق فرمول برحسبmg.g-1 FW  محاسبه گردید.

   chla(mg/g)=[12.21(A663)-2.81(A646)]×                         ×

    chlb(mg/g)=[20.13(A646)-5.03(A663)]× ×

  Total chl(mg/g)= chla + chlb   

Car(mg/g)=           

=A میزان جذب نوری عصاره    

=V حجم نهایی عصاره برحسب میلی‌لیتر 

=W وزن بافت گیاهی برحسب گرم

 

اندازه گیری فعالیت آنزیم‌های آنتی­اکسیدانت:چهار هفته پس از اعمال تیمار فعالیت آنزیم‌های آنتی­اکسیدانت (کاتالاز، آسکوربات پراکسیداز و سوپر اکسید دیسموتاز) در برگ گیاه‫چه‌های رشد یافته در محیط کشت‌های حاوی نمک و اکسین توسط دستگاه اسپکتروفتومتر مدل Shimadzu UV-160 ، ساخت کشور ژاپن، اندازه‌گیری شد.

استخراج عصاره آنزیمی: 100 میلی گرم از بافت تازه برگ و 1 میلی‌لیتر بافر فسفات (8/7pH= ) به‌تدریج به آن اضافه شده  و ساییده و به­طور کامل هموژنیز شد (تمام مراحل روی یخ صورت گرفت). عصاره‌های حاصل به‫مدت 20 دقیقه با دور rpm 13000 در دمای 4 درجه سانتی‫گراد سانتریفیوژ شد. سپس از محلول رویی جهت اندازه‫گیری فعالیت آنزیم‌های آنتی­اکسیدانت استفاده شد.

 اندازه‌گیری  و تهیه بافر استخراج پروتئین:اندازه‌گیری پروتئین کل طبق روش برادفورد (16) انجام گرفت. جهت تهیه بافر استخراج، ابتدا محلول A شامل نمک اسیدی  NaH2PO4.2H2Oو محلول B شامل نمک بازی Na2HPO4 تهیه و سپس حجم 100 میلی‌لیتر از مخلوط دو محلول  AوB  به نسبت 5/8 و 5/91 با غلظت 100 میلی مولار 8/7 pH=  خاوی PVP ، 2 درصد و گلیسرول 10 درصد و EDTA 1 mM و DTT 4 Mm تهیه شد.

اندازه‌گیری فعالیت آنزیم کاتالاز: فعالیت آنزیم کاتالاز بر اساس روش Aebi (17) انجام شد. بر این اساس مقدار 900 میکرو لیتر از بافر واکنش  بافر فسفات سدیم 50 میلی‫مولار با 7 pH=و 10 میکرولیتر از عصاره آنزیمی و 100 میکرولیتر پراکسید هیدروژن 2/0 مولار داخل کووت مخلوط و کاهش جذب ناشی از مصرف H2O2 در اثر فعالیت کاتالاز موجود در عصاره آنزیمی در طول موج 240 نانومتر در مدت 60 ثانیه خوانده شد. سپس فعالیت آنزیم کاتالاز با استفاده از رابطه زیر  محاسبه شد:

    

 

A∆ = تغییر در جذب نور در طول‌موج مربوطه (اختلاف جذب در 60 ثانیه)

∆T  =زمان برحسب دقیقه

V = حجم بافر واکنش (میلی­لیتر)

v  =حجم عصاره آنزیمی (میلی لیتر)

 

p  =میلی­گرم پروتئین در میلی‌لیتر

ɛ   =ضریب خاموشی آنزیمmMˉ¹cmˉ¹ 036/0

مقدار پروتئین کل هر عصاره آنزیمی نیز بر طبق روش Bradford (1976) (16)، بر حسب میلی‫گرم پروتئین بافت گیاهی اندازه‫ گیری شد.

اندازه‌گیری فعالیت آنزیم آسکوربات پر اکسیداز: فعالیت آنزیم APX بر اساس روش Nakano and Asada  (18) اندازه‌گیری شد. محلول واکنش آنزیم APX شامل بافر فسفات سدیم با حجم کلی 50 میلی‫لیتر و غلظت 50 میلی مولار و 7 pH= که حاوی EDTA 2/0 میلی‫مولار و آسکوربیک اسید 5/0 میلی مولار تهیه شد. جهت اندازه‌گیری فعالیت آنزیم APX مقدار 850 میکرولیتر از بافر واکنش با 50 میکرولیتر از عصاره آنزیمی و 100 میکرولیتر پراکسید هیدروژن 2/0 مولار مخلوط گردید و فعالیت آنزیم در طول‌موج جذبی 290 نانومتر و با کووت کوارتز در مدت زمان 60 ثانیه خوانده شد. سپس با استفاده از فرمول مشابه برای کاتالاز با توجه به ضریب خاموشی APX mMˉ¹cmˉ¹  8/2  فعالیت آنزیم گزارش شد.

اندازه‌گیری فعالیت آنزیم سوپر اکسید دیسموتاز: فعالیت آنزیم SOD با استفاده از روش Beauchamp and Fridovich  (19) توسط مهار احیای نوری NBT صورت گرفت. به‌منظور سنجش فعالیت آنزیم ابتدا بافر واکنش حاوی فسفات سدیم 50 میلی مولار با 8/7pH=  (بافر شامل Na2H2PO4 و Na2HPO4) متیونین 13 میلی‫مولار، NBT (نیترو بلو تترا زولیوم) 75 میکرومولار، EDTA 1/0 میلی‫مولار، ریبوفلاوین 2 میکرومولار و دور از نور تهیه گردید. برای انجام آزمایش 5/1 میلی‌لیتر از بافر واکنش با 50 میکرولیتر از عصاره آنزیمی را در تاریکی مخلوط نموده سپس در مقابل نور 5000 لوکس به‫مدت 15 دقیقه قرار گرفت. سپس از نمونه‌‌ها به تاریکی منتقل گردید و بلافاصله جذب نمونه‌ها در طول‌موج 560 نانومتر خوانده شد. میزان جذب در کنترل در 560 نانومتر نشان دهنده 100 درصد احیای نوری NBT می­باشد و نیمی از آن معادل یک واحد آنزیمی است. سپس میزان فعالیت آنزیم SOD در مقایسه با کنترل سنجیده شد. اختلاف جذب نمونه‌ها و کنترل در 560 نانومتر بر حسب واحد آنزیمی در میلی‫گرم پروتئین کل موجود در 50 میکرولیتر عصاره آنزیمی گزارش شد.

 

نتایج

الگوی رشد گیاه تنباکو و تغییرات وزن و خشک گیاه تنباکو

همانطور که شکل 1 نشان می دهد الگوی رشد گیاه تنباکو تحت تنش شوری 100 و 200 میلی‫مولار نمک در حضور تیمار اکسین نسبت به عدم اکسین بهتر شد و اکسین توانست اثرات تنش نمک را تا حدودی در الگوی رشد کاهش دهد (شکل 1).

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

شکل1: اثر IAA بر الگوی رشد گیاه‫چه‌های تنباکو Nicotiana plumbaginifoli   پس از چهار هفته. A : محیط MS (شاهد)، :B  محیط کشت حاوی نمک 100 میلی مولار،  :C 200 میلی‫مولار،  :Dمحیط MS حاوی IAA  mg/l 1 ، E: محیط MS حاوی IAA   mg/l 1+ 100 میلی‫مولار نمک، F:  محیط MS حاوی IAA   mg/l1+ 200 میلی‫مولار نمک

 

 

 

در تایید این الگو، نتایج نشان داد که وزن تر گیاه تنباکو به‫واسطه حضور IAA در محیط کشت به‫طور معنی‫داری نسبت به محیط کشت فاقد اکسین در تمام غلظت‫های نمک افزایش معنی‫دار یافت. البته تنش نمک در مقایسه با محیط کشت بدون نمک موجب کاهش وزن تر شد اگر چه تفاوتی بین وزن تر گیاه در تیمار 100 و 200 میلی‫مولار نمک در محیط کشت فاقد اکسین مشاهده نشد (شکل 2). 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 


شکل2: اثر IAA بر وزن‌‌تر گیاه‫چه‌های  تنباکو Nicotiana plumbaginifolia  تحت تنش شوری. داده‌ها میانگین سه تکرار±  stdو حروف غیرمشترک بیانگر معنی‌دار بودن  p≤0.05 بر اساس آزمون دانکن می‫باشد.

 

 

 

تغییرات وزن خشک گیاهان تنباکو تخت تیمار نمک و اکسین کم و بیش از الگوی تغییرات وزن تر تبعیت نمود با این تفاوت که تیمار اکسین در غلظت 200 میلی‫مولار نمک در مقایسه با محیط کشت بدون اکسین تاثیر معنی‫داری نشان نداد ولی همچنان اکسین توانست وزن خشک گیاه را در تنش نمک حداقل تا 100 میلی‫مولار افزایش دهد (شکل 3).

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 


شکل 3: اثر IAA  بر وزن‌‌ت خشک گیاه‫چه‌های  تنباکو Nicotiana plumbaginifolia  تحت تنش شوری. داده‌ها میانگین سه تکرار±  stdو حروف غیرمشترک بیانگر معنی‌دار بودن  p≤0.05 بر اساس آزمون دانکن می‫باشد.

 

اثر تیمار IAA و تنش شوری بر میزان H2O2

میزان H2O2 در محیط کشت حاوی نمک 100 و 200 میلی مولار و فاقد اکسین در مقایسه با محیط کشت حاوی اکسین افزایش معنی‫دار نشان داد. البته تنها استثنا غلظت 100 میلی مولار نمک همراه با اکسین و محیط

 

 

 

کشت فاقد نمک و اکسین (شاهد) بود که اختلاف آن‫ها معنی‫دار نبود به‫هر حال کاهش پراکسید هیدروژندر اثر توسط اکسین در تنش نمک به‫وضوح دیده شد (شکل 4)

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 


 

 

شکل4:ا ثر IAA  بر میزان  H2O2  اندام هوایی گیاه‫چه‌های تنباکو گونه Nicotiana plumbaginifolia تحت تنش شوری. داده‌ها میانگین سه تکرار±    stdو حروف غیرمشترک بیانگر معنی‌دار بودن  p≤0.05 بر اساس آزمون دانکن می‫باشد.

 

 

اثر  IAA و تنش شوری بر پرولین

میزان پرولین برگ در حضور و عدم حضور  IAA با افزایش نمک به 100 و 200  میلی‫مولار در مقایسه با شاهد افزایش معنی‌داری نشان داد. نکته جالب این‫که افزایش پرولین برگ در حضور IAA در مقایسه محیط کشت فاقد اکسین نیز اختلاف معنی‫داری را نشان داد (شکل5).

 

 

 

میزان پرولین ریشه در مقایسه با برگ متفاوت بود به‫عنوان مثال دامنه تغییرات پرولین در برگ بین صفر تا 300 میکرو‫مول بر گرم بود در حالی‫که این دامنه در ریشه بسیار کمتر و بین صفر تا خد اکثر حدود 40 میکرو‫مول بر گرم مشاهده شد. علاوه براین،  افزایش غلظت نمک در محیط کشت میزان پرولین ریشه را بدون اکسین و با حضور اکسین نسبت به شاهد افزایش داد میزان پرولین ریشه در غلظت‫های 100 و 200 میلی‫مولار نمک اختلاف معنی‫دار نشان نداد (شکل6).

 

 

 

 

 

 

 

 

شکل5: اثر IAA  بر میزان  پرولین برگ  گیاه‫چه‌های تنباکو گونه Nicotiana plumbaginifolia تحت تنش شوری. داده‌ها میانگین سه تکرار±  stdو حروف غیرمشترک بیانگر معنی‌دار بودن  p≤0.05 بر اساس آزمون دانکن می‫باشد.

 

 

 

 

 

 

 

 

 

شکل6: اثر IAA  بر میزان  پرولین ریشه‌های گیاه‫چه‌های تنباکو  گونه Nicotiana plumbaginifolia تحت تنش شوری. داده‌ها میانگین سه تکرار±  stdو حروف غیرمشترک بیانگر معنی‌دار بودن  p≤0.05 بر اساس آزمون دانکن می‫باشد.

 

 

 

اثر  IAA و تنش شوری برکربوهیدراتها

درحضور و عدم حضور IAA با افزایش میزان نمک در محیط کشت (100و 200 میلی‫مولار) کاهش میزان هیدرات کربن محلول با تغییراتی مشاهده شد (کاهش 39

درصد)  مقایسه میزان کربو هیدرات محلول در محیط کشت حاوی اکسین و بدون اکسین در تمام غلظت‫ها به استثناء 100 میلی‫مولار نکته قابل توجه بود (شکل7).

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

شکل7: اثر IAA  بر میزان  کربن محلول اندام هوایی گیاه‫چه‌های تنباکو  گونه Nicotiana plumbaginifolia تحت تنش شوری. داده‌ها میانگین سه تکرار±  stdو حروف غیرمشترک بیانگر معنی‌دار بودن  p≤0.05 بر اساس آزمون دانکن می‫باشد.

 

 

 

 

 

 

اثر  IAA و تنش شوری بر کلروفیل و کاروتنوئید

در حضور و عدم حضور IAA میزان کلروفیل کل و کاروتنوئید در شوری 100 و 200 میلی مولار در مقایسه با محیط کشت فاقد نمک کاهش معنی‫دار مشاهده شد. بیشترین کاهش کلروفیل در عدم حضور تیمار IAA و حضور IAA در شوری 200 میلی‫مولار است که در مقایسه با شاهد به‌‌ترتیب  19 و31 درصد کاهش نشان داد (شکل8). بیشترین کاهش کاروتنوئید در عدم حضور تیمار IAA و حضور IAA در شوری 200 میلی‫مولار است که در مقایسه با شاهد به‌‌ترتیب 61 و56 درصد کاهش نشان داد (شکل9). تیمار اکسین در محیط کشت اثر منفی بر میزان کلروفیل و کاروتنوئید در حضور و یا عدم حضور نمک نشان داد.

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 


شکل 8: اثر IAA  بر میزان کلروفیل کل اندام هوایی گیاه‫چه‌های تنباکو گونه Nicotiana plumbaginifolia تحت تنش شوری. داده‌ها میانگین سه تکرار±  stdو حروف غیرمشترک بیانگر معنی‌دار بودن  p≤0.05 بر اساس آزمون دانکن می‫باشد.

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 


شکل9: اثر IAA  بر میزان کاروتنوئید اندام هوایی گیاه‫چه‌های تنباکو  گونه Nicotiana plumbaginifolia تحت تنش شوری. داده‌ها میانگین سه تکرار±  std و حروف غیرمشترک بیانگر معنی‌دار بودن  p≤0.05 بر اساس آزمون دانکن می‫باشد.

 

 

اثر  IAA و تنش شوری بر پروتئینهای محلول

افزودن تغییرات میزان پروتئین‫های محلول برگ با افزایش نمک نامحسوس بود. در غلظت 100 و  200 میلی‫مولار نمک حضور اکسین در محیط کشت توانست میزان پروائین گیاه را افزایش دهد. میزان

پروتئین محلول گیاه در 200 میلی‫مولار نمک بدون اکسین نشبت به سایر غلظت‫های نمک کاهش معنی‫دار نشان داد. بنابراین اکسین در مجموع توانست پروتئین گیاه را در تنش نمک افزایش دهد (شکل 10) .

 

 

 

 

 

 

 

 


 

شکل 10: اثر IAA بر میزان  پروتئین کل اندام هوایی گیاه‫چه‌های تنباکو  گونه Nicotiana plumbaginifolia تحت تنش شوری. داده‌ها میانگین سه تکرار±  stdو حروف غیرمشترک بیانگر معنی‌دار بودن  p≤0.05 بر اساس آزمون دانکن می‫باشد.

 

اثر  IAA و تنش شوری بر آنزیم های آنتی اکسیدانت

افزودن اکسین به محیط کشت تنها در شرایط غیر تنش نمک توانست میزان فعالیت APX را افزایش دهد در حالیکه در شرایط تنش نمک تاثیر معنی داری بر فعالیت این آنزیم نشان نداد (شکل 11).  فعالیت انزیم کاتالاز با افزایش غلظت نمک در حضور

 

 

اکسین افزایش معنی‫داری نشان داد با این توضیح که در غلظت 200 میلی‫مولار فعالیت آنزیم در شرایط تنش نمک بیشتر از محیط کشت دارای اکسین گزارش شد (شکل 12). وقتی فعالیت آنزیم SOD بررسی شد مشاهد شد که تنها تنش نمک بدون اکسین در محیط کشت فعالیت این آنزیم را افزایش می دهد ولی اکسین به‫همراه نمک در هیچ غلظتی از

 

نمک تغییر معنی‫داری در فعالیت آنزیم نشان نداد (شکل 13).


 


 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 


شکل 11: اثر IAA بر فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز  اندام هوایی گیاه‫چه‌های تنباکو  گونه Nicotiana plumbaginifolia تحت تنش شوری. داده‌ها میانگین سه تکرار±  stdو حروف غیرمشترک بیانگر معنی‌دار بودن  p≤0.05 بر اساس آزمون دانکن می‫باشد.

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

شکل 12: اثر IAA برفعالیت انزیم کاتالاز اندام هوایی گیاه‫چه‌های تنباکو گونه Nicotiana plumbaginifolia تحت تنش شوری. داده‌ها میانگین سه تکرار±  stdو حروف غیرمشترک بیانگر معنی‌دار بودن  p≤0.05 بر اساس آزمون دانکن می‫باشد.

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

شکل13: اثر IAA  بر فعالیت انزیم سوپراکسیددسموتاز اندام هوایی گیاه‫چه‌های تنباکو  گونه Nicotiana plumbaginifolia تحت تنش شوری. داده‌ها میانگین سه تکرار±  stdو حروف غیرمشترک بیانگر معنی‌دار بودن  p≤0.05 بر اساس آزمون دانکن می‫باشد.

 

 

بحث

یکی از ویژگی‌های مطلوب جهت ارزیابی تاثیر تنش شوری در گیاه‫چه‌های گیاهان، تعیین وزن ‌‌تر و خشک گیاه می‫باشد. روند عمومی که گیاه‫چه‌های در شرایط تنش با آن روبرو هستند، کاهش تولید، وزن‌‌تر وخشک می‫باشد (20) . طبق نتایج این پژوهش

 

 

وزن‌‌تر و خشک گیاه‫چه‌های تنباکو با افزایش غلظت نمک کاهش معنی‌داری را در مقایسه با نمونه‌های شاهد نشان دادند. نتایج مشابه در آزمایشات سایر پژوهشگران نیز نیز مشاهده شده است. به‫عنوان مثال گزارش منتشر شده توسط Dogan (21) نشان می‫دهد که افزایش شوری باعث کاهش وزن‌‌تر و خشک گیاه سویا در مقایسه با گیاه شاهد شد.

یکی از دلایل کاهش وزن‌‌تر و خشک در گیاه‫چه‌های تحت تنش‌های غیرزیستی، تولید  ROS(گونه‫های فعال اکسیژن) می‫باشد که در نهایت باعث غیر فعال شدن آنزیم‌ها و یا تجزیه پروتئین‌های سلولی و کلروپلاستی و کاهش شدید میزان کلروفیل و در نهایت کاهش فتوسنتز و تولید بیوماس می‫شود (22). برگ‌ها به‫عنوان اندام تولیدکننده مواد فتوسـنتزی، مـواد  غذایی لازم را برای گیاه به‫ویژه ریشه تهیه و بـه آن‫هـا منتقـل می‌کنند. میزان مواد انتقال یافته به گیاه به سطح فتوسـنتز کننده و راندمان فتوسنتز در واحد سطح برگ بستگی دارد (23). فتوسنتز و رشد سلول و به تبع آن رشد برگ از جمله فرایندهایی است که در ابتدا توسط شوری تحت تاثیر قرار می‫گیرد. علت کاهش فتوسنتز، کاهش میزان کلروفیل، افـزایش فلورسانس کلروفیل، اختلال درفراینـدهای متـابولیکی و بسـته شدن دهانه روزنه‌ها می‫باشد (24). به‫نظر مـی‫رسـد که با افزایش شدت تنش شوری به‫علت منفی‌‌تر شدن پتانسـیل اســمزی و کــاهش فراهمــی آب گیــاه دچــار تــنش خشــکی فیزیولوژیک شده و در این شرایط یکی از بارزترین واکنش‌هایی که درگیاه‫چه‌های مشاهده می‫شود کاهش محتوی نسـبی آب بـرگ است. پژوهش‫گران دیگر نیز تایید کرده‫اند که بین تنش شـوری و محتوی نسبی آب گیاه یک رابطه منفی برقرار است و با افـزایش شدت تنش شـوری محتـوی نسـبی آب گیـاه کـاهش می‌یابد (25). اکسین رشد طولی ساقه‌ها و کولئوپتیل را تحریک می‌کند و تقسیم سلولی را افزایش می‌دهد. در مطالعه حاضر غلظت 1 میلی‫گرم بر لیتر IAA استفاده شد که غلظت بهینه در فرایند رشد و نمو تحمل به شوری در گیاه تنباکو بود. غلظت بالاتر از حد مطلوب اکسین از رشد ممانعت می‫نماید که علت آن اثر تحریک‫کنندگی اکسین برای تولید هورمون گیاهی اتیلن است که رشد طولی را کاهش می‌دهد. به‫طور کلی گیاه‫چه‌های حاوی تیمار IAA وزن‌‌تر و خشک بیشتری در مقایسه با گیاه‫چه‌های فاقد تیمار IAA نشان دادند. که نشان دهنده نقش اکسین به‫عنوان هورمون رشد در افزایش رشد و تقسیم سلولی در گیاه است (26).

گونه‫های فعال اکسیژن یا (ROS)‫‌ها اغلب جز فراورده‌های جانبی متابولیسم طبیعی سلول در جریان مسیر انتقال الکترون در کلروپلاست و میتوکندری می‌باشند که در تمام گیاهان در مقادیر مختلف تولید می‫شوند (27). تنش شوری به‫عنوان یک تنش غیر زنده منجر به افزایش میزان ROS کل و به تبع آن  H2O2  می‫شود. در مقایسه با دیگر ‫ROSها، H2O2  نسبتا پایدار بوده و می‫تواند آزادانه در میان بخش‌های سلولی و بین سلول‫ها به‫راحتی از طریق کانال‌های غشایی آکواپورین (aquaporin) حرکت کند. در مطالعه حاضر میزان پراکسید هیدروژن (H2O2) در تنش نمک افزایش یافت داده های انزیم SOD نیز تایید کننده این افزایش می‫باشد. ولی تیمار اکسین مقدار آنرا کاهش داد. آنجایی‫که پراکسید هیدروژن اثرات مخربی در رشد و نمو گیاه دارد بنابراین به‫نظر می‫رسد اکسین تا حدود زیادی باعث مهار آن شده است. علاوه بر این، در برخی از گیاهان گزارش شده که H2O2 باعث کاهش طول ریشه شده و کاهش انقباض سلولی و رشد ریشه می‫شود و از این فرضیه حمایت می‌کند  که H2O2 یک جزء پایین دست از اکسین در مهار طویل شدن ریشه است (28).

سازوکارهای متعددی برای حفظ تورژسانس در گیاهان تحت تـنش شـوری وارد عمـل مــی‫شــوند. یکــی از آن‫هــا انباشــتگی پــرولین اســت. پرولین انباشته شده در پاسخ به شوری، نقش مهمی در تنظیم اسمزی درون ســلولی ایفــا مــی کنــد و آنــزیم‌های ســلولی و پــروتئین‌های غشــایی را در برابــر واسرشتگی  (denaturation)حفظ می‌نماید (29). در پژوهش‌های پیشین اغلب خاصیت اسمولیتی پرولین در گیاه‫چه‌های تحت تنش جهت حفظ تعادل آب بیان شده است (30) . علاوه بر این گزارش شده است که پرولین به‫خوبی می‫تواند به‫عنوان یک انتی اکسیدانت رادیکال‌های آزاد اکسیژن را حذف نموده و به این‌‌ترتیب ماکرومولکول‌های اساسی مثل پروتئین‌ها، لیپید‌ها و  DNAرا از خطرات رادیکال‌های آزاد حفظ نماید (31) در مطالعه ای بر روی گیاه‫چه‌های تنباکو تحت تنش شوریSkopelitis و همکاران (32) نشان دادند که  ROS تولید شده طی تنش سبب فعال شدن مسیر‌های سیگنالینگ در سیتوزول و میتوکندری می‫شود و در نهایت توسط آنزیم گلوتامات دهیدروژناز، گلوتامات پیش ساز سنتز پرولین در میتوکندری تولید می‫شود. بنابراین بیوسنتز پرولین طی تنش شوری و سایر تنش‌های محیطی افزایش می‌یابد (32) در مطالعه حاضر اکسین موجب افزایش میزان پرولین برگ شد ولی در ریشه تغییرات کمی را نشان داد. مسیر اصلی القا بیوسنتز پرولین توسط اکسین مشخص نشده است ولی به‫نظر می‫رسد اکسین از طریق تحریک تقسیم سلولی و القای رشد مسیر سنتز پرولین را تحریک نموده باشد. از طرف دیگر میزان پرولین سنتز شده در برگ نسبت به ریشه بسیار بیشتر می‫باشد. این خود می‫تواند دلیلی بر تحریک سنتز پرولین در اندام هوایی در نتیجه اثر اکسین و تنش شوری باشد. البته این‫که ایا افزایش میزان پرولین در برگ نتیجه سنتز ان در برگ بوده و یا انتقال بخشی از پرولین از ریشه به برگ هنوز مشخص نشده است و نیاز به مطالعات دقیق تری در آینده دارد.

به‫منظور فهم این‫که آیا میزان کلروفیل گیاه‫چه‌های تحت تاثیر تنش شوری آسیب می بیند و آیا تیمار اکسین بر میزان کلروفیل اثر دارد، مقدار کلروفیل کل و نیز کاروتنوئید در گیاه‫چه‌های تنباکو اندازه‫گیری شد. از آنجا که محتوای کلروفیل و فتوسنتز برگ بـه‫عنـوان یکی از شاخص فیزیولوژیک تحمل به نمک در گیاه محسوب می‫شود این سنجش انتخاب شد. خشکی فیزیولوژیکی حاصل از تنش شوری ممکن است موجب محدودیت در جذب آب شـود، از سوی دیگر افزایش جذب نمک توسـط گیـاه، سـبب اخـتلال در کارکرد سلولی و آسیب رسـاندن بـه فرآینـدهای فیزیولـوژیکی از قبیـل فتوسـنتز و تــنفس می‫شود. یکی از دلایل احتمالی کاهش رنگیزه‌های فتوسنتزی در تنش شوری رقابت و پیشـی گـرفتن  گلوتـامین کینـاز (آنـزیم کاتـالیز کننـده پرولین) به هنگام تنش شوری از آنـزیم گلوتامـات لیگـاز (اولـین آنزیم مسیر بیوسنتز کلروفیل) است که باعث می‫شود تا پیش سـاز گلوتامات (پیش ساز مسیر سـنتز کلروفیـل و پـرولین) بیشـتر بـه مصرف پرولین برسد و بنابراین بیوسنتز کلروفیـل بـا محـدودیت مواجه می‫شود (33). علـت دیگـر آن نیـز احتمالا به‫دلیل سست شدن اتصـال کلروفیـل بـا پـروتئین‌های کلروپلاستی، با افزایش فعالیت آنزیم کلروفیلاز (متلاشـی کننـده ساختارکلروپلاست) در اثر افزایش غلظت یون‌های سمی سـدیم و کلر و تنظیم کننده‌های رشـدی ماننـد اسـید آبسـزیک و اتـیلن تحت تنش شوری می‌باشد. محتوای کلروفیل برگ می‫تواند به‫دلیل کمبود یون‌های منیزیم و پتاسـیم‫) به‫عنوان عناصر اصلی در سنتز کلروفیل و کاهش نسبت پتاسیم  به سدیم و همچنین تخریـب سـاختمان کلروفیـل کـاهش یابـد (34). اﻛﺴﻴﻦ ﺳﻨﺘﺰ آﻧﺰﻳﻢ ADPﮔﻠﻮﻛﺰ- ﻓﺴﻔﺮﻳﻼز را اﻟﻘﺎ ﻣﻲ ﻧﻤﺎﻳﺪ (از ﻃﺮﻳﻖ ﺗاﺛﻴﺮ ﺑﺮ ژن APS) ﻛﻪ ﻳﻚ آﻧﺰﻳﻢ ﻛﻠﻴﺪی در ﺳﻨﺘﺰ ﻧﺸﺎﺳﺘﻪ اﺳﺖ و ﺑﺎزدارﻧﺪه ﻋﻤﻞ آﻧﺰﻳﻢ ﺑﺘا-آمیلاز (Atβ-Amy) می‌باشد. همچنین بازدارنده ساخت زیرواﺣﺪ ﻛﻮﭼﻚ آﻧﺰﻳﻢ روﺑﻴﺴﻜﻮ اﺳﺖ (از ﻃﺮﻳﻖ ﺗاﺛﻴﺮ ﺑﺮ آﻧﺰﻳﻢ RBCS ﻛﻪ ﻛﺪ ﻛﻨﻨﺪه زﻳﺮ واﺣﺪ ﻛﻮﭼﻚ آﻧﺰﻳﻢ روﺑﻴﺴﻜﻮ اﺳﺖ) و در ﻧﺘﻴﺠﻪ ﻛﺎﻫﺶ ﻣﻴﺰان ﻓﺘﻮﺳﻨﺘﺰ اﺗﻔﺎق می‫افتد (35). بنابراین ممکن است به‫نحوی عدم شنتز یا تخریب کلروفیل دلیل بر کاهش کلروفیل باشد. تفسیر دیگری که می‫توان نمود این است که اکسین محرک تقسیم سلولی است و موجب افزایش رشد برگ می‫شود بنابراین ممکن است میزان کلروفیل در واحد حجم کاهش یافته است و در واقع پدیده رقت اتفاق افتاده است.

تجمع کربوهیدرات‌های محلول در گیاه علی‫رغم کاهش چشمگیر نرخ تثبیت خالص CO2 به گستردگی به‫عنوان پاسخی به شوری و خشکی گزارش شده است (36). کربوهیدرات‌ها (گلوکز، فروکتوز، سوکروز و فروکتان) و نشاسته تحت تنش شوری تجمع می‫یابند و به‫عنوان اسمولیت و منبع انرژی در تعدیل اسمزی، ذخیره کربن و تصفیه رادیکال‌های آزاد در تنش‌های محیطی عمل می‫نمایند (37) . گزارش شده که در برگ‌های گیاه گوجه محتوای قند محلول تحت تنش شوری افزایش می‫یابد (38). علاوه بر گزارش‌های بسیاری کـه بیـانگر افـزایش غلظت قندهای محلول در اثر تنش اسمزی می‌باشد، گـزارش‌هایی نیز مبنی بر کاهش غلظت قنـدهای محلـول در اثـر تـنش شوری در گیاه‫چه‌های مختلـف وجـود دارد. در این پژوهش نیز کاهش میزان قند تحت تنش شوری مشاهده شد. کاهش مقدار قند می‫تواند به‫علت کاهش فتوسنتز باشد، زیرا کاهش آب موجب کاهش آماس شده و از دست دادن فشـار آماس به بسته شدن روزنه‌ها در نتیجـه کـاهش فتوسـنتز منجـر می‫شود (39).  البته در شرایط کشت بافت ممکن است کاهش کربوهیدرات‫های محلول به‫دلیل عدم سنتز ان باشد زیرا از یک طرف در محیط کشت مقدار مناسبی قند وجود دارد و از طرف دیگر گیاه در شیشه کشت نوعی میکسوترفیک است. بنابراین نیاز چندانی به افزایش قند در بافت برگ ندارد.

غلظت‌های بالای نمک با اختلال در هومئوستازی یون باعث ایجاد سمیت یونی، تنش اسمزی و تولید رادیکال‌های آزاد اکسیژن می‫شود (41). گیاهان در برابر آسیب اکسیداتیو مکانیسم‌های آنتی اکسیدانتی آنزیمی و غیر آنزیمی مختلفی را به‫کار می‫گیرند. از میان ‫ROSها رادیکال‌های سوپر اکسید برای ساختار‌های سلولی مخرب‌‌ترین گونه می‫باشند. سوپر اکسید دیسموتاز  (SOD)یک آنزیم کلیدی در دفاع سلولی، تبدیل رادیکال‌های سوپر اکسید به H2O2 و O2 را به‫عهده دارد (41). افزایش تولید  H2O2 متعاقبا توسط فعالیت سمیت‌‌زدایی پراکسیداز‌ها و یا کاتالاز خنثی می‫شود (42). افزایش فعالیت آنزیم‌های پاکسازی کننده ROS‌ ها به‫میزان زیادی با تحمل گیاه به تنش شوری ارتباط دارد (43).  آنزیم CAT نسبت به APX   تمایل کمتری به حذف H2O2 دارد و در حضور غلظت‌های بالای H2O2 فعالیت می‫کند، اما  APX به‫دلیل تمایل بیشتر در غلظت‌های پایین H2O2 عمل می نماید. بنابراین به‫نظر می‫رسد که غلظت H2O2 در تعیین مقدار فعالیت هر یک از آنزیم‌های آنتی اکسیدانت و نوع آنزیم غالب موثر باشد (44). در مطالعه حاضر به‫طور متوسط در تنش شوری هورمون اکسین موجب افزایش فعالیت بیشتر آنزیم‫های CAT و APX شد. بنابراین بخشی از تحمل به شوری گیاه تنباکو می‫تواند نتیجه عمل این آنزیم‫ها در حضور اکسین باشد. البته راه کاره‫های دیگری نیز در افزایش تحمل به شوری در گیاه وجود دارد از جمله افزایش میزان پرولین و سایر آنتی اکسیدانت‫های غیر آنزیمی را می‫توان نام برد. علاوه براین از آنجایی‫که اکسین موجب بیوسنتز اتیلن می‫شود و اتیلن نیز از مسیر‫های متنوعی در میزان تحمل گیاه به تنش موثر است (45).  بنابراین با توجه به پیچیدکی تنش شوری در گیاه به‫نظر می‫رسد گیاه تنباکو مجموعه‫ای از مسیر مختلف را برای مقابله با شوری به‫کار می‫گیرد.

 

نتیجهگیری

در این پژوهش به‫منظور بررسی اثر اکسین بر گیاه‫چه‌های تنیاکو (Nicotiana plumbaginifolia) در تنش شوری، گیاه‫چه‌ها تحت تنش شوری و تیمار  IAAقرار گرفتند و برخی از شاخص‌های فیزیولوژیکی شامل شاخص‫های بیوشیمیایی و رشد و نموی بررسی شدند. تیمار اکسین در گیاه‫چه‌های تحت تنش شوری اثرات فیزیولوژیکی خود را نشان داد. در تنش شوری افزایش H2O2، پرولین، آنتی اکسیدانت‌هایی مانند کاتالاز،سوپراکسیددیسموتاز و آسکوربات پراکسیداز مشاهده شد. کاهش رنگیزه‌های فتوسنتزی‫، کربوهیدرات و پروتئین کل مشاهده شد. اما در گیاه‫چه‌های تحت تنش شوری و تیمار اکسین، اکسین باعث افزایش میزان پرولین شد. اکسین باعث کاهشH2O2 ‫، کاهش رنگیزه‌های فتوسنتزی و کربوهیدرات محلول و افزایش نسبی فعالیت آنزیم‌هایی مانند سوپراکسید دیسموتاز و آسکوربات پراکسیداز و کاتالاز شد.

  1. Pacurar DI, Perrone I, Bellini C. Auxin is a central player in the hormone cross talks that control adventitious rooting. Physiologia plantarum. 2014; 151(1):83-96.
  2. Le Gall H, Philippe F, Domon JM, Gillet F, et al. Cell wall metabolism in response to abiotic stress. Plants. 2015; 4(1): 112-66.
  3.  Munns R, James RA, Läuchli A. Approaches to increasing the salt tolerance of wheat and other cereals. Journal of experimental botany. 2006; 57(5): 1025-43.
  4. Pencik A, Simonovik B, Petersson SV, Henykova E, et al. Regulation of auxin homeostasis and gradients in Arabidopsis roots through the formation of the indole-3-acetic acid catabolite 2-oxindole-3-acetic acid. The Plant Cell. 2013; 25(10): 3858-3870.
  5. Sponchiado BN, White JW, Castillo JA, Jones PG. Root growth of four common bean cultivars in relation to drought tolerance in environments with contrasting soil types. Experimental Agriculture. 1989; 25(2): 249-57.
  6. Fahad S, Hussain S, Matloob A, Khan FA, et al. Phytohormones and plant responses to salinity stress: a review. Plant Growth Regulation. 2015; 75(2): 391-404.
  7.  Pencik A, Simonovik B, Petersson SV, Henykova E, et al. Regulation of auxin homeostasis and gradients in Arabidopsis roots through the formation of the indole-3-acetic acid catabolite 2-oxindole-3-acetic acid. The Plant Cell. 2013; 25(10): 3858-70.
  8. Pitann B, Schubert S, Mühling KH. Decline in leaf growth under salt stress is due to an inhibition of H+‐pumping activity and increase in apoplastic pH of maize leaves. Journal of Plant Nutrition and Soil Science. 2009; 172(4): 535-43.
  9.  Zolman BK, Bartel B. An Arabidopsis indole-3-butyric acid-response mutant defective in PEROXIN6, an apparent ATPase implicated in peroxisomal function. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 2004; 101(6): 1786-91.

10. Guilfoyle T, Hagen G, Ulmasov T, Murfett J. How does auxin turn on genes?. Plant physiology. 1998; 118(2): 341-7.

11.Strader LC, Chen GL, Bartel B. Ethylene directs auxin to control root cell expansion. The Plant Journal. 2010; 64(5): 874-84.

12. Velikova V, Yordanov I, Edreva A. Oxidative stress and some antioxidant systems in acid rain-treated bean plants: protective role of exogenous polyamines. Plant science. 2000; 151(1): 59-66.

13. Bates LS, Waldren RP, Teare ID. Rapid determination of free proline for water-stress studies. Plant and soil. 1973; 39(1): 205-7.

14. Dubois M, Gilles KA, Hamilton JK, Rebers PT, et al. Colorimetric method for determination of sugars and related substances. Analytical chemistry. 1956; 28(3): 350-6.

15. Lichtenthaler HK. [34] Chlorophylls and carotenoids: pigments of photosynthetic Ecotoxicology and environmental safety. 2005; 60(3): 324-49.

 

16.biomembranes. InMethods in enzymology; 1987; (350-382).

17. Aebi H. Catalase in vitro. InMethods in enzymology. 1984 ;105: 121-126.

18. Bradford MM. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical biochemistry. 1976; 72(1-2): 248-54.

19. Nakano Y, Asada K. Purification of ascorbate peroxidase in spinach chloroplasts; its inactivation in ascorbate-depleted medium and reactivation by monodehydroascorbate radical. Plant and cell physiology. 1987; 28(1): 131-40.

20. Beauchamp C, Fridovich I. Superoxide dismutase: improved assays and an assay applicable to acrylamide gels. Analytical biochemistry. 1971 ; 44(1): 276-87.

21. Jaleel CA, Manivannan PA, Wahid A, Farooq M, Al-Juburi HJ, et al. Drought stress in plants: a review on morphological characteristics and pigments composition. Int. J. Agric. Biol. 2009; 11(1): 100-5

22. Doğan M. Antioxidative and proline potentials as a protective mechanism in soybean plants under salinity stress. African Journal of Biotechnology. 2011; 10(32): 5972-8.

23. Wang Y, Nii N. Changes in chlorophyll, ribulose bisphosphate carboxylase-oxygenase, glycine betaine content, photosynthesis and transpiration in Amaranthus tricolor leaves during salt stress. The Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 2000; 75(6): 623-7.

24. Askari H, Edqvist J, Hajheidari M, Kafi M, Salekdeh GH. Effects of salinity levels on proteome of Suaeda aegyptiaca leaves. Proteomics. 2006; 6(8): 2542-54.

25. Ashraf MP, Harris PJ. Potential biochemical indicators of salinity tolerance in plants. Plant science. 2004; 166(1): 3-16.

26. Parida AK, Das AB. Salt tolerance and salinity effects on plants: a review. Woodward AW, Bartel B. Auxin: regulation, action, and interaction. Annals of botany. 2005; 95(5): 707-35.

27. Shao HB, Chu LY, Lu ZH, Kang CM. Primary antioxidant free radical scavenging and redox signaling pathways in higher plant cells. International Journal of Biological Sciences. 2008; 4(1): 8.

28. Ivanchenko MG, den Os D, Monshausen GB, Dubrovsky JG, Bednářová A, Krishnan N. Auxin increases the hydrogen peroxide (H2O2) concentration in tomato (Solanum lycopersicum) root tips while inhibiting root growth. Annals of botany. 2013; 112(6): 1107-16.

29. Delauney AJ, Hu CA, Kishor PB, Verma DP. Cloning of ornithine delta-aminotransferase cDNA from Vigna aconitifolia by trans-complementation in Escherichia coli and regulation of proline biosynthesis. Journal of Biological Chemistry. 1993; 268(25): 18673-8.

30. Iqbal N, Umar S, Khan NA, Khan MI. A new perspective of phytohormones in salinity tolerance: regulation of proline metabolism. Environmental and Experimental Botany. 2014; 100: 34-42.

31. Kuznetsov VV, Shevyakova NI. Stress responses of tobacco cells to high temperature and salinity. Proline accumulation and phosphorylation of polypeptides. Physiologia Plantarum. 1997; 100(2): 320-6.

32.Skopelitis DS, Paranychianakis NV, Paschalidis KA, Pliakonis ED, et al. Abiotic stress generates ROS that signal expression of anionic glutamate dehydrogenases to form glutamate for proline synthesis in tobacco and grapevine. The Plant Cell. 2006; 18(10): 2767-81.

33.Dmitriev A, Djatsok J, Grodzinsky D. The role of Ca 2+ in elicitation of phytoalexin synthesis in cell culture of onion (Allium cepa L.). Plant cell reports. 1996; 15(12): 945-8.

34. Orabi SA, Salman SR, Shalaby MA. Increasing resistance to oxidative damage in cucumber (Cucumis sativus L.) plants by exogenous application of salicylic acid and paclobutrazol. World Journal of Agricultural Sciences. 2010; 6(3): 252-9.

35. Santos CV. Regulation of chlorophyll biosynthesis and degradation by salt stress in sunflower leaves. Scientia Horticulturae. 2004; 103(1): 93-9.

36. Ohto MA, Hayashi S, Sawa S, Hashimoto-Ohta A, Nakamura K. Involvement of HLS1 in sugar and auxin signaling in Arabidopsis leaves. Plant and cell physiology. 2006; 47(12): 1603-11.

37. Murakeözy ÉP, Nagy Z, Duhazé C, Bouchereau A, Tuba Z. Seasonal changes in the levels of compatible osmolytes in three halophytic species of inland saline vegetation in Hungary. Journal of Plant Physiology. 2003; 160(4): 395-401.

38. Parida A, Das AB, Das P. NaCl stress causes changes in photosynthetic pigments, proteins, and other metabolic components in the leaves of a true mangrove, Bruguiera parviflora, in hydroponic cultures. Journal of Plant Biology. 2002; 45(1): 28-36.

39. Parihar P, Singh S, Singh R, Singh VP, Prasad SM. Effect of salinity stress on plants and its tolerance strategies: a review. Environmental Science and Pollution Research. 2015; 22(6): 4056-75.

40.Chinnusamy V, Jagendorf A, Zhu JK. Understanding and improving salt tolerance in plants. Crop Science. 2005;45(2):437-48.

41. Raza SH, Athar HR, Ashraf M, Hameed A. Glycinebetaine-induced modulation of antioxidant enzymes activities and ion accumulation in two wheat cultivars differing in salt tolerance. Environmental and Experimental Botany. 2007; 60(3): 368-76.

42. Foyer CH, Noctor G. Redox sensing and signalling associated with reactive oxygen in chloroplasts, peroxisomes and mitochondria. Physiologia plantarum. 2003; 119(3): 355-64.

43. Gossett DR, Banks SW, Millhollon EP, Lucas MC. Antioxidant response to NaCl stress in a control and an NaCl-tolerant cotton cell line grown in the presence of paraquat, buthionine sulfoximine, and exogenous glutathione. Plant Physiology. 1996; 112(2): 803-9.

44. Mittova V, Guy M, Tal M, Volokita M. Response of the cultivated tomato and its wild salt-tolerant relative Lycopersicon pennellii to salt-dependent oxidative stress: increased activities of antioxidant enzymes in root plastids. Free radical research. 2002; 36(2): 195-202.

45. Nounjan N, Nghia PT, Theerakulpisut P. Exogenous proline and trehalose promote recovery of rice seedlings from salt-stress and differentially modulate antioxidant enzymes and expression of related genes. Journal of plant physiology. 2012; 169(6): 596-604.