مقدمه

اکسین‌ها دسته‫ای از هورمون‌های گیاهی  هستند که نقش ضروری در هماهنگی فرایندهای رشدی چرخه زندگی گیاه ایفا می‌کنند و نام خود را از کلمه یونانی auxano به معنی رشد کردن می‫گیرند.  واژه اکسین برای مواد شیمیایی طبیعی و مصنوعی که رشد کولئوپتیل و ساقه را موجب می‫شود، استفاده می‫شود. اکسین در رشد گیاهان و تشکیل مریستم‌های راسی نقش دارد و برای تمایز ریشه ضروری هستند. همه اکسین‌ها‌‌ ترکیباتی با حلقه آروماتیک و گروه اسید کربوکسیلیک هستند (1). تصور می‫شود که اکسین پمپ پروتون غشا پلاسمایی را فعال و پروتون را از سیتوزول به آپوپلاست پمپ می‫کند، که در سست شدن دیواره سلولی و افزایش گسترش سلول نقش دارد (2).  در شرایط تنش شوری با اینکه توانایی گیاه برای مصرف آب کاهش می‌یابد (3)، اما فشار تورگر سلول عامل محدود کننده رشد نیست. علاوه بر این، نشان داده شده است که تورگر اندام‌های هوایی و رشد آن‌ها، در هیبریدهای مقاوم در برابر نمک در شرایط تنش شوری حفظ شده است، که به‫واسطه افزایش اسمولیت‌ها در عصاره اندام‌های هوایی صورت می‫گیرد. در شرایط تنش (خشکی و شوری)، سیستم ریشه‌ای خوب و گسترده می‫تواند تاثیر بسیاری را در گیاه داشته باشد (4). بهبود سیستم ریشه‫ای گیاه (افزایش طول و تعداد ریشه اولیه) نه تنها منجر به افزایش عملکرد گیاه در شرایط طبیعی می‫شود، بلکه توانایی تحمل گیاه به شوری و خشکی را افزایش می‫دهد (5). مشاهده شده که محدوده وسیعی از اکسین‌های مصنوعی می‫توانند موجب افزایش طویل شدن سلول‫ها در ساقه‌های لوبیا شوند. در محیط‌های شور به‫کارگیری یک یا مخلوطی از تنظیم کننده‌های رشد، از قبیل ایندول استیک اسید، ایندول بوتیریک اسید، نفتالین استیک اسید و 4-2 دی کلروفنوکسی استیک اسید، به‌صورت برگ پاشی و یا تیمار با بذر در القا و افزایش توان ریشه‌دهی و در نتیجه افزایش رشد گیاه آثار معنی‌داری در پی داشت (6).

نقش اکسین در غلبه بر تنش‌ها شناسایی شد است، تنش شوری می‫تواند بر هومئوستازی اکسین از طریق تغییر متابولیسم و توزیع آن اثر بگذارد (7). بر طبق تئوری رشد اسیدی، اسیدی شدن به‫واسطه ی اکسین در آپوپلاست برگ، برای افزایش توسعه دیواره سلولی ضروری می‌باشد (8) همچنین شواهدی نشان می‌دهد که ABA (آبسیزیک اسید) به‫واسطه IAA از طریق بتا اکسیداسیون‫، در مقاومت به شوری عمل می‫کند (9). اکسین‌ها اولین گروه هورمون‌های گیاهی هستند که پس از کشف به‫عنوان تنظیم کننده رشد و طویل کردن سلول استفاده شدند. بارزترین ویژگی اکسین‌ها، اثر بر رشد طولی سلول‫های ساقه، کلئوپتیل و ریشه است. با این حال، در تشکیل ریشه‌های جانبی و ریشه‌های نابجا، تقسیم سلولی در کشت بافت و در بیوسنتز پروتئین و  RNAهم نقش دارند، اعتقاد بر این است که اکسین با تغییراتی در بیان ژن موجب فعالیت‌های مذکور می‫شود (10). همچنین گزارش شده است هورمون‌های گیاهی ازجمله اکسین نقش مهمی را در تعدیل رشد گیاه بازی می‫کنند و کاربرد ایندول استیک اسید در ناحیه طویل شدن (Elongation zone) مهار رشد ریشه القا شده از طریق تنش را تعدیل می‫کند، که نشان دهنده نقش ایندول استیک اسید درمحافظت گیاه در برابر تنش‌ها می‫باشد. اکسین احتمالا نفوذپری غشا را برای انتشار آب افزایش می‫دهد که این عمل را یا از طریق فعال‫سازی پروتئین‌های موجود یا سنتز آنزیم‌‌‌‌‌‌های هیدرولیتیک انجام می‫دهد. هورمون‫های گیاهی از جمله اکسین نقش القای ژ ن‌های ویژه در سنتز پروتئین‌ها را دارند. همچنین گزارش شده که اکسین در گیاهان تحت تنش باعث افزایش میزان پرولین شده، که افزایش این متابولیت نشان‌دهنده نقش هورمون اکسین در پاسخ به تنش می‫باشد (11). 

با توجه اینکه نقش فیزیولوژیکی هورمون اکسین در میزان تحمل گیاه نسبت به تنش شوری به خوبی شناخته نشده است لذا، در این پژوهش گیاه‫چه‌های تنباکو به‫‫عنوان یک گیاه مدل تحت تیمار IAA قرار گرفتند تا با بررسی برخی از شاخص‫های بیوشیمیایی و رشد گیاه نفش اکسین در رابطه به شوری بهتر شناخته شود.

مواد و روش‌ها

کشت بذر و رشد گیا‫ه‫چه: بذرهای تنباکوی تهیه شده از شرکت پاکان بذر اصفهان پس از استریل شدن روی محیط کشت MS (موراشیگ و اسکوگ) کشت شدند. سپس شیشه‌ها‫ی حاوی بذر در اتاق کشت با دمای 1±  25 درجه سانتی‫گراد و دوره نوری 16 ساعت روشنایی و 8 ساعت تاریکی و شدت نور 50 میکرمول فوتون بر مترمربع بر ثانیه قرار داده شدند. جهت بررسی و مقایسه مقاومت به شوری گیاه‫چه‌های تنباکو تکثیر شده در شرایط کشت بافت در محیط کشت حاوی نمک 100 و 200 میلی مولار نمک و IAA با غلظت یک میلی‫گرم در لیتر کشت شدند. (لازم به‫ذکر است که بر اساس آزمایشات اولیه از بین دامنه صفر تا 3 میلی‫مولار اکسین بهترین غلظت IAA  مقدار 1 میلی‫‫گرم بر لیتر انتخاب شد). محیط کشت بدون تیمار IAA و نمک به‫عنوان شاهد استفاده شد. گیاه‫چه‌های تنباکو بعد از 4 هفته جهت آنالیزهای لازم استفاده شدند. کلیه آزمایشات با حداقل 3 تکرار انجام شده و آنالیز واریانس داده‌ها با استفاده از نرم‌افزار SPSS انجام گرفت. مقایسه میانگین داده­ها بر اساس آزمون Dancan انجام و سطوح معنی­داری تیمار‌ها در سطح p≤0.05 محاسبه شد.

اندازه‫گیری وزن‌‌تر و خشک: پس از چهار هفته، گیاهچه‫های رشد یافته در غلظت‌‌های مختلف نمک و اکسین، از محیط کشت خارج شد و به‌منظور حذف آگار، ریشه­‌ها با آب مقطر شستشو داده شد و سپس به‫کمک کاغذ صافی خشک شد. وزن ­تر گیاه‫چه‫ها اندازه‌گیری شد. نمونه‌های وزن شده در مرحله قبل به‫مدت 48 ساعت در دمای 70 درجه سانتی‫گراد قرار گرفت و سپس وزن خشک آن‫ها اندازه گیری شد.

اندازه‌گیری H₂O₂:اندازه‌گیری H₂O₂ بر اساس روش Velikova و همکاران (12) صورت گرفت. ابتدا 100 میلی­گرم از بافت برگ تازه را با 5 میلی‌لیتر (تری کلرواستیک اسید)  TCA با غلظت 1/0 درصد در‌هاون چینی بر روی یخ ساییده شد. عصاره حاصل به‫مدت 15 دقیقه در rpm10000 درون سانتریفیوژ و در دمای 4  درجه سانتی‫گراد سانتریفیوژ شد. سپس 500 میکرولیتر از محلول رویی با 500 میکرولیتر بافر فسفات پتاسیم 100 میلی مولار با 7pH= و 1 میلی‌لیتر KI (پتاسیم یدور) یک مولار مخلوط شد و جذب نمونه‌ها در طول‌موج 390 نانومتر توسط کووت شیشه­ای و با دستگاه اسپکتروفتومتر مدل AE-UV1600 خوانده شدند.

 اندازه‌گیری پرولین:برای اندازه‌گیری پرولین از روش  Bates و همکاران (13) استفاده شد. در این روش ابتدا 30 میلی‌گرم از بافت‌های تازه برگ و ریشه گیاهان وزن شد. هر نمونه با 7/1 میلی‌لیتر اسید­سولفوسالیسیلیک 3 درصد (حجم/وزن) به‌خوبی ساییده شد. عصاره‌های حاصل درون اپندورف­های 5/1 میلی‌لیتری منتقل شده و به‫مدت 20 دقیقه در rpm 13000 سانتریفیوژ شد. سپس 1 میلی‌لیتر از محلول رویی برداشته و داخل لوله‌‌های آزمایش 10 میلی‌لیتری منتقل شد. بعد 1 میلی‌لیتر اسید استیک گلاسیال و 1 میلی‌لیتر معرف نین هیدرین به‫هر لوله اضافه شد. پس درب هر لوله با فویل آلومینیومی محکم بسته شد و لوله‌ها به‫مدت 1 ساعت در دمای 100 درجه سانتی‌گراد داخل بن ماری حرارت داده شدند. پس از خارج نمودن لوله‌ها از بن ماری و سرد شدن بر روی یخ، در زیر هود به‫هر لوله 2 میلی‌لیتر تولوئن اضافه شد. لوله‌ها به‫مدت 20 ثانیه به‌شدت مخلوط شد و سپس به‫مدت 15 دقیقه در شرایط آزمایشگاهی به‌صورت ثابت قرار داده شد. در این مرحله در لوله‌های آزمایش فاز آلی (قرمز) در بالا و فاز بی‌رنگ و شفاف در پایین تشکیل شد. و سپس از هر لوله 1 میلی‌لیتر از فاز بالایی برداشته و داخل کووت شیشه­ای ریخته شد. جذب‌‌ ترکیب رنگی هر نمونه در طول‌موج 520 نانومتر توسط دستگاه اسپکتروفتومتر مدل Shimadzu UV-160A ، ساخت کشور ژاپن، خوانده شد.

اندازه‌گیری کربوهیدرات محلول: به‫منظور اندازه­گیری کربوهیدرات­های محلول مقدار 10 میلی‌گرم بافت خشک از هر تیمار توزین شد و با 10 میلی‌لیتر آب مقطر گرم در ‌هاون سائیده شد و سپس با کمک کاغذ صافی صاف شد. سپس 50 میکرو لیتر از عصاره گیاهی استخراج شده را با 50 میکرو لیتر فنل 5 درصد وزنی مخلوط کرده و سپس 5/2 میلی‌لیتر اسیدسولفوریک غلیظ به‌‫صورت عمود بر سطح مایع به آن اضافه شد. این مخلوط به‫مدت 15 دقیقه در دمای محیط نگه‫داری شده و پس از آن جذب محلول در 490 نانومتر خوانده شد (14).

استخراج و سنجش رنگیزه‌های فتوسنتزی: میزان کلروفیل a و کلروفیل b و کلروفیل کل بر اساس روش  (1987) Lichtenthaler اندازه‫گیری شد (15). 100 میلی‌گرم از بافت‌‌تر برگ از هر تیمار وزن شد و سپس با استفاده از 2 میلی‌لیتر استون 80 درصد حجمی در محیطی تاریک و درروی یخ درون‌هاون چینی ساییده شد تا درنهایت محلولی همگن به‫دست آمد. سپس عصاره حاصل در دور rpm در دمای 4 درجه سانتی‫گراد به‫مدت 10 دقیقه سانتریفیوژ شد. سپس حجم محلول روشناور به‫کمک استون 80 درصد در لوله‌های آزمایش به 10 میلی‌لیتر رسانده شد. سپس جذب محلول به‌دست‌آمده به‫کمک دستگاه اسپکتروفتومتر مدل Shimadzu UV-160A، ساخت کشور ژاپن، درسه طول‌موج‌ 663 و 646 و 470 نانومتر به‌‌ترتیب برای کلروفیل a، کلروفیل b و کاروتنوئید‌ها خوانده شد و از استون 80 درصد به‫‫عنوان محلول شاهد استفاده شد. میزان کلروفیل a و کلروفیل b و کلروفیل کل و کاروتنوئید طبق فرمول برحسبmg.g-1 FW  محاسبه گردید.

   chla(mg/g)=[12.21(A663)-2.81(A646)]×                         ×

    chlb(mg/g)=[20.13(A646)-5.03(A663)]× ×

  Total chl(mg/g)= chla + chlb   

Car(mg/g)=           

=A میزان جذب نوری عصاره    

=V حجم نهایی عصاره برحسب میلی‌لیتر 

=W وزن بافت گیاهی برحسب گرم

اندازه گیری فعالیت آنزیم‌های آنتی­اکسیدانت:چهار هفته پس از اعمال تیمار فعالیت آنزیم‌های آنتی­اکسیدانت (کاتالاز، آسکوربات پراکسیداز و سوپر اکسید دیسموتاز) در برگ گیاه‫چه‌های رشد یافته در محیط کشت‌های حاوی نمک و اکسین توسط دستگاه اسپکتروفتومتر مدل Shimadzu UV-160 ، ساخت کشور ژاپن، اندازه‌گیری شد.

استخراج عصاره آنزیمی: 100 میلی گرم از بافت تازه برگ و 1 میلی‌لیتر بافر فسفات (8/7pH= ) به‌تدریج به آن اضافه شده  و ساییده و به­طور کامل هموژنیز شد (تمام مراحل روی یخ صورت گرفت). عصاره‌های حاصل به‫مدت 20 دقیقه با دور rpm 13000 در دمای 4 درجه سانتی‫گراد سانتریفیوژ شد. سپس از محلول رویی جهت اندازه‫گیری فعالیت آنزیم‌های آنتی­اکسیدانت استفاده شد.

 اندازه‌گیری  و تهیه بافر استخراج پروتئین:اندازه‌گیری پروتئین کل طبق روش برادفورد (16) انجام گرفت. جهت تهیه بافر استخراج، ابتدا محلول A شامل نمک اسیدی  NaH₂PO₄.2H₂Oو محلول B شامل نمک بازی Na2HPO4 تهیه و سپس حجم 100 میلی‌لیتر از مخلوط دو محلول  AوB  به نسبت 5/8 و 5/91 با غلظت 100 میلی مولار 8/7 pH=  خاوی PVP ، 2 درصد و گلیسرول 10 درصد و EDTA 1 mM و DTT 4 Mm تهیه شد.

اندازه‌گیری فعالیت آنزیم کاتالاز: فعالیت آنزیم کاتالاز بر اساس روش Aebi (17) انجام شد. بر این اساس مقدار 900 میکرو لیتر از بافر واکنش  بافر فسفات سدیم 50 میلی‫مولار با 7 pH=و 10 میکرولیتر از عصاره آنزیمی و 100 میکرولیتر پراکسید هیدروژن 2/0 مولار داخل کووت مخلوط و کاهش جذب ناشی از مصرف H₂O₂ در اثر فعالیت کاتالاز موجود در عصاره آنزیمی در طول موج 240 نانومتر در مدت 60 ثانیه خوانده شد. سپس فعالیت آنزیم کاتالاز با استفاده از رابطه زیر  محاسبه شد:

A∆ = تغییر در جذب نور در طول‌موج مربوطه (اختلاف جذب در 60 ثانیه)

∆T  =زمان برحسب دقیقه

V = حجم بافر واکنش (میلی­لیتر)

v  =حجم عصاره آنزیمی (میلی لیتر)

p  =میلی­گرم پروتئین در میلی‌لیتر

ɛ   =ضریب خاموشی آنزیمmMˉ¹cmˉ¹ 036/0

مقدار پروتئین کل هر عصاره آنزیمی نیز بر طبق روش Bradford (1976) (16)، بر حسب میلی‫گرم پروتئین بافت گیاهی اندازه‫ گیری شد.

اندازه‌گیری فعالیت آنزیم آسکوربات پر اکسیداز: فعالیت آنزیم APX بر اساس روش Nakano and Asada  (18) اندازه‌گیری شد. محلول واکنش آنزیم APX شامل بافر فسفات سدیم با حجم کلی 50 میلی‫لیتر و غلظت 50 میلی مولار و 7 pH= که حاوی EDTA 2/0 میلی‫مولار و آسکوربیک اسید 5/0 میلی مولار تهیه شد. جهت اندازه‌گیری فعالیت آنزیم APX مقدار 850 میکرولیتر از بافر واکنش با 50 میکرولیتر از عصاره آنزیمی و 100 میکرولیتر پراکسید هیدروژن 2/0 مولار مخلوط گردید و فعالیت آنزیم در طول‌موج جذبی 290 نانومتر و با کووت کوارتز در مدت زمان 60 ثانیه خوانده شد. سپس با استفاده از فرمول مشابه برای کاتالاز با توجه به ضریب خاموشی APX mMˉ¹cmˉ¹  8/2  فعالیت آنزیم گزارش شد.

اندازه‌گیری فعالیت آنزیم سوپر اکسید دیسموتاز: فعالیت آنزیم SOD با استفاده از روش Beauchamp and Fridovich  (19) توسط مهار احیای نوری NBT صورت گرفت. به‌منظور سنجش فعالیت آنزیم ابتدا بافر واکنش حاوی فسفات سدیم 50 میلی مولار با 8/7pH=  (بافر شامل Na₂H₂PO₄ و Na₂HPO₄) متیونین 13 میلی‫مولار، NBT (نیترو بلو تترا زولیوم) 75 میکرومولار، EDTA 1/0 میلی‫مولار، ریبوفلاوین 2 میکرومولار و دور از نور تهیه گردید. برای انجام آزمایش 5/1 میلی‌لیتر از بافر واکنش با 50 میکرولیتر از عصاره آنزیمی را در تاریکی مخلوط نموده سپس در مقابل نور 5000 لوکس به‫مدت 15 دقیقه قرار گرفت. سپس از نمونه‌‌ها به تاریکی منتقل گردید و بلافاصله جذب نمونه‌ها در طول‌موج 560 نانومتر خوانده شد. میزان جذب در کنترل در 560 نانومتر نشان دهنده 100 درصد احیای نوری NBT می­باشد و نیمی از آن معادل یک واحد آنزیمی است. سپس میزان فعالیت آنزیم SOD در مقایسه با کنترل سنجیده شد. اختلاف جذب نمونه‌ها و کنترل در 560 نانومتر بر حسب واحد آنزیمی در میلی‫گرم پروتئین کل موجود در 50 میکرولیتر عصاره آنزیمی گزارش شد.

نتایج

الگوی رشد گیاه تنباکو و تغییرات وزن و خشک گیاه تنباکو

همانطور که شکل 1 نشان می دهد الگوی رشد گیاه تنباکو تحت تنش شوری 100 و 200 میلی‫مولار نمک در حضور تیمار اکسین نسبت به عدم اکسین بهتر شد و اکسین توانست اثرات تنش نمک را تا حدودی در الگوی رشد کاهش دهد (شکل 1).

شکل1: اثر IAA بر الگوی رشد گیاه‫چه‌های تنباکو Nicotiana plumbaginifoli   پس از چهار هفته. A : محیط MS (شاهد)، :B  محیط کشت حاوی نمک 100 میلی مولار،  :C 200 میلی‫مولار،  :Dمحیط MS حاوی IAA  mg/l 1 ، E: محیط MS حاوی IAA   mg/l 1+ 100 میلی‫مولار نمک، F:  محیط MS حاوی IAA   mg/l1+ 200 میلی‫مولار نمک

در تایید این الگو، نتایج نشان داد که وزن تر گیاه تنباکو به‫واسطه حضور IAA در محیط کشت به‫طور معنی‫داری نسبت به محیط کشت فاقد اکسین در تمام غلظت‫های نمک افزایش معنی‫دار یافت. البته تنش نمک در مقایسه با محیط کشت بدون نمک موجب کاهش وزن تر شد اگر چه تفاوتی بین وزن تر گیاه در تیمار 100 و 200 میلی‫مولار نمک در محیط کشت فاقد اکسین مشاهده نشد (شکل 2). 

شکل2: اثر IAA بر وزن‌‌تر گیاه‫چه‌های  تنباکو Nicotiana plumbaginifolia  تحت تنش شوری. داده‌ها میانگین سه تکرار±  stdو حروف غیرمشترک بیانگر معنی‌دار بودن  p≤0.05 بر اساس آزمون دانکن می‫باشد.

تغییرات وزن خشک گیاهان تنباکو تخت تیمار نمک و اکسین کم و بیش از الگوی تغییرات وزن تر تبعیت نمود با این تفاوت که تیمار اکسین در غلظت 200 میلی‫مولار نمک در مقایسه با محیط کشت بدون اکسین تاثیر معنی‫داری نشان نداد ولی همچنان اکسین توانست وزن خشک گیاه را در تنش نمک حداقل تا 100 میلی‫مولار افزایش دهد (شکل 3).

شکل 3: اثر IAA  بر وزن‌‌ت خشک گیاه‫چه‌های  تنباکو Nicotiana plumbaginifolia  تحت تنش شوری. داده‌ها میانگین سه تکرار±  stdو حروف غیرمشترک بیانگر معنی‌دار بودن  p≤0.05 بر اساس آزمون دانکن می‫باشد.

اثر تیمار IAA و تنش شوری بر میزان H₂O₂

میزان H₂O₂ در محیط کشت حاوی نمک 100 و 200 میلی مولار و فاقد اکسین در مقایسه با محیط کشت حاوی اکسین افزایش معنی‫دار نشان داد. البته تنها استثنا غلظت 100 میلی مولار نمک همراه با اکسین و محیط

کشت فاقد نمک و اکسین (شاهد) بود که اختلاف آن‫ها معنی‫دار نبود به‫هر حال کاهش پراکسید هیدروژندر اثر توسط اکسین در تنش نمک به‫وضوح دیده شد (شکل 4)

شکل4:ا ثر IAA  بر میزان  H₂O₂  اندام هوایی گیاه‫چه‌های تنباکو گونه Nicotiana plumbaginifolia تحت تنش شوری. داده‌ها میانگین سه تکرار±    stdو حروف غیرمشترک بیانگر معنی‌دار بودن  p≤0.05 بر اساس آزمون دانکن می‫باشد.

اثر  IAA و تنش شوری بر پرولین

میزان پرولین برگ در حضور و عدم حضور  IAA با افزایش نمک به 100 و 200  میلی‫مولار در مقایسه با شاهد افزایش معنی‌داری نشان داد. نکته جالب این‫که افزایش پرولین برگ در حضور IAA در مقایسه محیط کشت فاقد اکسین نیز اختلاف معنی‫داری را نشان داد (شکل5).

میزان پرولین ریشه در مقایسه با برگ متفاوت بود به‫عنوان مثال دامنه تغییرات پرولین در برگ بین صفر تا 300 میکرو‫مول بر گرم بود در حالی‫که این دامنه در ریشه بسیار کمتر و بین صفر تا خد اکثر حدود 40 میکرو‫مول بر گرم مشاهده شد. علاوه براین،  افزایش غلظت نمک در محیط کشت میزان پرولین ریشه را بدون اکسین و با حضور اکسین نسبت به شاهد افزایش داد میزان پرولین ریشه در غلظت‫های 100 و 200 میلی‫مولار نمک اختلاف معنی‫دار نشان نداد (شکل6).

شکل5: اثر IAA  بر میزان  پرولین برگ  گیاه‫چه‌های تنباکو گونه Nicotiana plumbaginifolia تحت تنش شوری. داده‌ها میانگین سه تکرار±  stdو حروف غیرمشترک بیانگر معنی‌دار بودن  p≤0.05 بر اساس آزمون دانکن می‫باشد.

شکل6: اثر IAA  بر میزان  پرولین ریشه‌های گیاه‫چه‌های تنباکو  گونه Nicotiana plumbaginifolia تحت تنش شوری. داده‌ها میانگین سه تکرار±  stdو حروف غیرمشترک بیانگر معنی‌دار بودن  p≤0.05 بر اساس آزمون دانکن می‫باشد.

اثر  IAA و تنش شوری برکربوهیدرات‫ها

درحضور و عدم حضور IAA با افزایش میزان نمک در محیط کشت (100و 200 میلی‫مولار) کاهش میزان هیدرات کربن محلول با تغییراتی مشاهده شد (کاهش 39

درصد)  مقایسه میزان کربو هیدرات محلول در محیط کشت حاوی اکسین و بدون اکسین در تمام غلظت‫ها به استثناء 100 میلی‫مولار نکته قابل توجه بود (شکل7).

شکل7: اثر IAA  بر میزان  کربن محلول اندام هوایی گیاه‫چه‌های تنباکو  گونه Nicotiana plumbaginifolia تحت تنش شوری. داده‌ها میانگین سه تکرار±  stdو حروف غیرمشترک بیانگر معنی‌دار بودن  p≤0.05 بر اساس آزمون دانکن می‫باشد.

اثر  IAA و تنش شوری بر کلروفیل و کاروتنوئید

در حضور و عدم حضور IAA میزان کلروفیل کل و کاروتنوئید در شوری 100 و 200 میلی مولار در مقایسه با محیط کشت فاقد نمک کاهش معنی‫دار مشاهده شد. بیشترین کاهش کلروفیل در عدم حضور تیمار IAA و حضور IAA در شوری 200 میلی‫مولار است که در مقایسه با شاهد به‌‌ترتیب  19 و31 درصد کاهش نشان داد (شکل8). بیشترین کاهش کاروتنوئید در عدم حضور تیمار IAA و حضور IAA در شوری 200 میلی‫مولار است که در مقایسه با شاهد به‌‌ترتیب 61 و56 درصد کاهش نشان داد (شکل9). تیمار اکسین در محیط کشت اثر منفی بر میزان کلروفیل و کاروتنوئید در حضور و یا عدم حضور نمک نشان داد.

شکل 8: اثر IAA  بر میزان کلروفیل کل اندام هوایی گیاه‫چه‌های تنباکو گونه Nicotiana plumbaginifolia تحت تنش شوری. داده‌ها میانگین سه تکرار±  stdو حروف غیرمشترک بیانگر معنی‌دار بودن  p≤0.05 بر اساس آزمون دانکن می‫باشد.

شکل9: اثر IAA  بر میزان کاروتنوئید اندام هوایی گیاه‫چه‌های تنباکو  گونه Nicotiana plumbaginifolia تحت تنش شوری. داده‌ها میانگین سه تکرار±  std و حروف غیرمشترک بیانگر معنی‌دار بودن  p≤0.05 بر اساس آزمون دانکن می‫باشد.

اثر  IAA و تنش شوری بر پروتئین‫های محلول

افزودن تغییرات میزان پروتئین‫های محلول برگ با افزایش نمک نامحسوس بود. در غلظت 100 و  200 میلی‫مولار نمک حضور اکسین در محیط کشت توانست میزان پروائین گیاه را افزایش دهد. میزان

پروتئین محلول گیاه در 200 میلی‫مولار نمک بدون اکسین نشبت به سایر غلظت‫های نمک کاهش معنی‫دار نشان داد. بنابراین اکسین در مجموع توانست پروتئین گیاه را در تنش نمک افزایش دهد (شکل 10) .

شکل 10: اثر IAA بر میزان  پروتئین کل اندام هوایی گیاه‫چه‌های تنباکو  گونه Nicotiana plumbaginifolia تحت تنش شوری. داده‌ها میانگین سه تکرار±  stdو حروف غیرمشترک بیانگر معنی‌دار بودن  p≤0.05 بر اساس آزمون دانکن می‫باشد.

اثر  IAA و تنش شوری بر آنزیم های آنتی اکسیدانت

افزودن اکسین به محیط کشت تنها در شرایط غیر تنش نمک توانست میزان فعالیت APX را افزایش دهد در حالیکه در شرایط تنش نمک تاثیر معنی داری بر فعالیت این آنزیم نشان نداد (شکل 11).  فعالیت انزیم کاتالاز با افزایش غلظت نمک در حضور

اکسین افزایش معنی‫داری نشان داد با این توضیح که در غلظت 200 میلی‫مولار فعالیت آنزیم در شرایط تنش نمک بیشتر از محیط کشت دارای اکسین گزارش شد (شکل 12). وقتی فعالیت آنزیم SOD بررسی شد مشاهد شد که تنها تنش نمک بدون اکسین در محیط کشت فعالیت این آنزیم را افزایش می دهد ولی اکسین به‫همراه نمک در هیچ غلظتی از

نمک تغییر معنی‫داری در فعالیت آنزیم نشان نداد (شکل 13).

شکل 11: اثر IAA بر فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز  اندام هوایی گیاه‫چه‌های تنباکو  گونه Nicotiana plumbaginifolia تحت تنش شوری. داده‌ها میانگین سه تکرار±  stdو حروف غیرمشترک بیانگر معنی‌دار بودن  p≤0.05 بر اساس آزمون دانکن می‫باشد.

شکل 12: اثر IAA برفعالیت انزیم کاتالاز اندام هوایی گیاه‫چه‌های تنباکو گونه Nicotiana plumbaginifolia تحت تنش شوری. داده‌ها میانگین سه تکرار±  stdو حروف غیرمشترک بیانگر معنی‌دار بودن  p≤0.05 بر اساس آزمون دانکن می‫باشد.

شکل13: اثر IAA  بر فعالیت انزیم سوپراکسیددسموتاز اندام هوایی گیاه‫چه‌های تنباکو  گونه Nicotiana plumbaginifolia تحت تنش شوری. داده‌ها میانگین سه تکرار±  stdو حروف غیرمشترک بیانگر معنی‌دار بودن  p≤0.05 بر اساس آزمون دانکن می‫باشد.