تغییرات پروتئینی گیاه تراریخت توتون Nicotiana tabacum L. حامل Ri T-DNA در پاسخ به تیمار جیبرلین در مقایسه با شاهد

نوع مقاله: علمی - پژوهشی

چکیده

هدف: تنظیم کنندگان رشد گیاهی می‌توانند تغییراتی در فرآیندهای فیزیولوژیک اعمال نمایند. هدف از این مطالعه، بررسی تاثیر جیبرلین (GA3) بر پروتئین های محلول و الگوی الکتروفورزی پروتئین‌های ریشه و برگ گیاهان تراریخت حامل Ri T-DNA دارای ساقه کوتاه توتون در مقایسه با شاهد می باشد.
مواد و روش‌ها: ابتدا تراریخت بودن گیاه توتون (Nicotiana tabacum L.) رقم  Wisconsinبا روش PCR مورد تایید قرارگرفت. سپس گیاهان غیر تراریخت و تراریخت به مدت 4 هفته درون محیط کشت MS حاوی GA3 با غلظت های 0، 2/0 و 4/0 میلی گرم در لیتر  در شرایط درون شیشه کشت داده شدند. پروتئین محلول کل ریشه و برگ گیاهان تراریخت و غیر تراریخت تحت تیمار GA3 استخراج و اندازه گیری شد. همچنین الگوی الکتروفورزی پروتئین های ریشه و برگ این گیاهان با روش SDS-PAGE  بررسی گردید.
نتایج: تراریخت بودن گیاهان مورد آزمایش با استفاده از پرایمر ژن آنزیم بتاگلوکورونیداز (GUS) اثبات گردید. بررسی پروتئینی ریشه و برگ گیاهان غیر تراریخت و تراریخت تیمار شده با غلظت‌های مختلف جیبرلین نشان داد که تیمار خارجی تاثیر معنی ‌داری در افزایش پروتئین‌های محلول کل ریشه و برگ گیاهان غیر تراریخت و تراریخت دارد. همچنین جیبرلین موجب افزایش بیان باندهای پروتئینی در الگوی الکتروفورزی پروتئین‌ها گردید.
‍ نتیجه گیری: تصور می شود جیبرلین خارجی، بیوسنتز پروتئین در ریشه و برگ‌ها را از طریق تاثیر بر فرآیند های نسخه برداری و ترجمه القا می کند. جیبرلین همچنین از فعالیت آنزیم های تجزیه کننده پروتئین ممانعت می نماید.
 
 

کلیدواژه‌ها


مقاله پژوهشی                                                                                                                        مجله سلول و بافت (علمی - پژوهشی)

                                                                                                                                             جلد 2، شماره3، پاییز 1390، 191-183

 

تغییرات پروتئینی گیاه تراریخت توتون Nicotiana tabacum L. حامل Ri T-DNA

در پاسخ به تیمار جیبرلین در مقایسه با شاهد

 

جلیل عباس پور1 ، علی اکبر احسانپور1*، فریبا امینی2

 

1- دانشگاه اصفهان، دانشکده علوم، گروه زیست شناسی

2- دانشگاه اراک، دانشکده علوم پایه، گروه زیست شناسی، کد پستی 8349-8-38156

* پست الکترونیک نویسنده مسئول: ehsanpou@yahoo.com

 

تاریخ دریافت: 18/7/1390                               تاریخ پذیرش: 4/10/1390

 


چکیده

هدف: تنظیم کنندگان رشد گیاهی می‌توانند تغییراتی در فرآیندهای فیزیولوژیک اعمال نمایند. هدف از این مطالعه، بررسی تاثیر جیبرلین (GA3) بر پروتئین های محلول و الگوی الکتروفورزی پروتئین‌های ریشه و برگ گیاهان تراریخت حامل Ri T-DNA دارای ساقه کوتاه توتون در مقایسه با شاهد می باشد.

مواد و روش‌ها: ابتدا تراریخت بودن گیاه توتون (Nicotiana tabacum L.) رقم  Wisconsinبا روش PCR مورد تایید قرارگرفت. سپس گیاهان غیر تراریخت و تراریخت به مدت 4 هفته درون محیط کشت MS حاوی GA3 با غلظت های 0، 2/0 و 4/0 میلی گرم در لیتر  در شرایط درون شیشه کشت داده شدند. پروتئین محلول کل ریشه و برگ گیاهان تراریخت و غیر تراریخت تحت تیمار GA3 استخراج و اندازه گیری شد. همچنین الگوی الکتروفورزی پروتئین های ریشه و برگ این گیاهان با روش SDS-PAGE  بررسی گردید.

نتایج: تراریخت بودن گیاهان مورد آزمایش با استفاده از پرایمر ژن آنزیم بتاگلوکورونیداز (GUS) اثبات گردید. بررسی پروتئینی ریشه و برگ گیاهان غیر تراریخت و تراریخت تیمار شده با غلظت‌های مختلف جیبرلین نشان داد که تیمار خارجی تاثیر معنی ‌داری در افزایش پروتئین‌های محلول کل ریشه و برگ گیاهان غیر تراریخت و تراریخت دارد. همچنین جیبرلین موجب افزایش بیان باندهای پروتئینی در الگوی الکتروفورزی پروتئین‌ها گردید.

نتیجه گیری: تصور می شود جیبرلین خارجی، بیوسنتز پروتئین در ریشه و برگ‌ها را از طریق تاثیر بر فرآیند های نسخه برداری و ترجمه القا می کند. جیبرلین همچنین از فعالیت آنزیم های تجزیه کننده پروتئین ممانعت می نماید.

واژگان کلیدی: الگوی پروتئینی، توتون، تراریخت، جیبرلین

 

 

 


مقدمه

یکی از پیشرفت‌های اخیر در زمینه کشاورزی افزایش تولید محصولات زراعی با استفاده از تنظیم‌کنندگان رشد است. مطالعات بر روی گیاهان زراعی مختلف نشان داده است که بکارگیری جیبرلیک اسید می تواند بهره‌وری را در فرآیندهای فیزیولوژیک حیاتی افزایش دهد. محصول بیشتر و محتوای پروتئینی بیشتر تحت اثر تنظیم کنندگان رشد ممکن است بعلت فعال‌سازی مکانیسم‌های متعدد مرتبط با رشد گیاه و متابولیسم آن باشد (1). نتایج بسیاری در مورد نقش جیبرلین و یا ترکیبات بازدارنده سنتز جیبرلین به ترتیب در افزایش و کاهش محتوای پروتئینی گیاهان وجود دارد. تیمار گیاه ذرت با جیبرلیک‌اسید باعث افزایش کمی پروتئین‌ها بویژه پروتئین های پرولامین وگلوتلین می شود (2). جیبرلیک اسید در بیشتر غلات باعث ساخته شدن آنزیم های هیدرولیز کننده در آندوسپرم دانه‌ها می شود (1). تغییر در پلی پپتیدهای میوه نخود با وزن مولکولی بین 20 کیلو دالتون و 60 کیلو دالتون بدنبال تیمار جیبرلین نیز مشاهده شده است (3).

پروتئین‌های آنزیمی مختلفی با تیمار جیبرلین در گیاهان مختلف افزایش محتوا و فعالیت را نشان داده‌اند. از جمله سنتز پروتئین های  DNAپلیمراز و RNA پلیمراز تحت اثر ترکیب هورمون ها افزایش می یابد (4). به علاوه گزارش های متفاوتی در دست است که نشان می دهند جیبرلین اثر تحریک یا ممانعت کنندگی بر روی فعالیت روبیسکو دارد. جیبرلین سنتز پروتئین روبیسکو را در سطح ترجمه بیش از سطح نسخه‌برداری تحریک می‏کند. فعالیت روبیسکو با مقدار آن مرتبط است. از طرفی فعالیت و مقدار آن به طور مستقیم با غلظت جیبرلیک‌اسید ارتباط دارد. بنابراین فعال سازی و القای روبیسکو احتمالا بعلت جیبرلیک ‌اسید است زیرا که افزایش فعالیت یک آنزیم بدنبال افزایش سطح  mRNA آن حاصل می‏شود (5). همچنین گیاهانی که با نیتروژن کافی تغذیه شده و با جیبرلیک اسید تیمار شده بودند فعالیت بیشتری در آنزیم های کربنیک انهیدراز (CA) و نیترات رودکتاز (NR) نشان دادند (6). افزایش سنتز رنگیزه آنتوسیانین بوسیله جیبرلیک‌ اسید در خلال نمو جام گل در اطلسی با افزایش سنتز و فعالیت آنزیمهای فنیل آلانین آمونیالیاز، کالکون سنتاز، کالکون ایزومراز، فلاوانون 3-هیدروکسیلاز و UDP-گلوکز:3-O-فلاونوئید گلوکوزیل ترانسفراز مرتبط است (7). همچنین فعالیت تعدادی از آنزیم‏های هیدرولیتیک به دنبال تیمار با جیبرلین افزایش می‏یابد این آنزیم‏ها شامل آلفا- آمیلاز، پروتئاز، بتا- گلوکوناز و ایزوزیم‏های مختلف آلفا- آمیلازهستند (5). به علاوه جیبرلین باعث افزیش بیان برخی از آنزیم‏های دیواره سلولی می شود. طویل سازی سلول ها توسط جیبرلین از طریق القای آنزیم‏های گزیلوگلوکان اندوترانس گلیکوزیلاز (XET)، گزیلوگلوکان اندوترانس  هیدرولاز (XTH) ، اکسپانسین‏ها و پکتین متیل استراز (PME) است که باعث شل شدن دیواره سلولی و توسعه آن می‏شود (8). جیبرلیک اسید بیان ژن‌های فلاونوئید ایزومراز و تریوز فسفات را در جام گل اطلسی تنظیم می‏کند (5).

گیاه توتون (Nicotiana tabacum L.) گیاهی علفی و یکساله تا چند ساله، به دلیل رشد سریع، خودگشن بودن، تولید بذر فراوان وعدم نیاز به هزینه و تیمار های خاص برای رشد گیاه مدل خوبی جهت مطالعات زیست فناوری و فیزیولوژی‌گیاهی می‏باشد. همچنین در سال های اخیر از این گیاه برای بررسی انتقال و بیان ژن‌ها و مطالعه عوامل موثر در انتقال ژن استفاده شده است (9). ژن‌های iaam و iaah توسط T-DNA به گیاه تراریخت توتون منتقل شده‌اند. ژن iaam تریپتوفان منواکسیژناز را کد می‏کند که این آنزیم سبب تبدیل تریپتوفان به ایندول‏ استامید می‏شود و ژن iaah کد کننده ایندول استامید هیدرولاز است که ایندول استامید را به ایندول استیک اسید تبدیل می‏نماید. همچنین گزارش شده که پلاسمید Ri در اگروباکتریوم رایزوژنز حامل دو ژن aux1 و aux2 می باشد که هر دو مسئول بیوسنتز اکسین در گیاهان تراریخت می‏باشد (10). از آنجا که از یک سو مکانیزم عمل جیبرلیک اسید در گیاهان از طریق بیوسنتز طیف وسیعی از آنزیم‌ها و پروتئین‌های مختلف صورت می گیرد (11) و از طرف دیگر عکس‌العمل فیزیولوژیکی گیاه نسبت به جیبرلیک اسید وابسته به سنتز و فعالیت پروتئین‌های مختلف از جمله پروتئین DELLA  و طیف وسیعی از فاکتورهای کپی برداری و سنتز پروتئین می‏باشد (12). بنابراین می‌توان نتیجه گرفت که حداقل بخش مهمی از کوتاهی ساقه گیاه توتون مورد استفاده در این تحقیق (13) می‌تواند مربوط به پروتئین‌ها باشد. بنابراین انتظار می‏رود که ارتباط نزدیکی بین الگوی پروتئین‌ها و بکارگیری جیبرلیک ‌اسید وجود داشته باشد. این تحقیق با هدف بررسی اثر جیبرلیک اسید بر پروتئین‌های محلول و الگوی پروتئینی ریشه و برگ گیاه غیر تراریخت و تراریخت توتون حاوی Ri T-DNA جهت درک بهتر نقش پروتئین‏ها در چگونگی عمل جیبرلیک اسید طراحی و انجام گرفت.

مواد و روش‏ها

در این تحقیق از گیاهان تراریخت و غیر تراریخت توتون که در آزمایشگاه کشت بافت دانشگاه اصفهان تولید گردیده بودند استفاده گردید. ابتدا جهت اثبات تراریخت بودن گیاهان، استخراج DNA ژنومی از گیاهان تراریخت و غیر تراریخت به روش CTAB با اندکی تغییر انجام گرفت (14). سپس DNA  استخراج شده با استفاده از پرایمر ‌ژن آنزیم بتاگلوکورونیداز (GUS)، PCR گردید و محصولات PCR بر روی ژل آگارز 1 درصد الکتروفورز گردید و باندهای حاصل توسط دستگاه Gel Documentation مشاهده و عکس تهیه گردید. در مرحله بعد،گیاه تراریخت و غیر تراریخت توتون به مدت 4 هفته در محیط کشت MS (15) حاوی غلظت های 0 ،2/0 و 4/0 میلی گرم در لیتر جیبرلیک اسید و در pH معادل 8/5 درون شیشه کشت گردیدند و گیاهان در اطاق کشت با دمای 25 درجه سانتی گراد و شدت نور 90 مول برمترمربع ثانیه رشد داده شد. سپس پروتئین‌های محلول برگ و ریشه گیاهان تیمار و شاهد به طور جداگانه استخراج شد (16). اندازه‌گیری پروتئین محلول کل طبق روش برادفورد با اندکی تغییر انجام گرفت (17). الکتروفورز پروتئین ها نیز به روشSDS-PAGE  با استفاده از ژل اکریلامید 12درصد انجام گرفت (18) و در نهایت ژل حاصل با روش نیترات نقره رنگ آمیزی گردید (19). کلیه آزمایشات بر اساس طرح کامل تصادفی با حد اقل 3 تکرار انجام گردید. داده های بدست آمده مورد آنالیز واریانس ((ANOVA قرار گرفت و میانگین ها بر اساس آزمون Tukey در سطح 5 درصد با استفاده از نرم افزار Sigmastat version 2 مقایسه گردیدند.

نتایج

باتوجه به اینکه از پرایمر ژن آنزیم بتاگلوکورونیداز(GUS) جهت انجام  PCR استفاده گردید باند مربوط به این ژن در700bp  تشکیل شد. لذا این گیاه به عنوان گیاه تراریخت تایید و جهت ادامه آزمایشات مورد استفاده قرار گرفت ( شکل 1).

 

 

 

شکل1: تایید انتقال T-DNA به گیاهان تراریخت (لاین 414) از طریق آزمایش PCR با پرایمر GUS

M: مارکر، C: کنترل منفی، NT: گیاه غیرتراریخت، P: پلاسمید، T: گیاه تراریخت

 

 

اندازه گیری پروتئین محلول کل  برگ‌ها نشان داد که تیمار GA3 در گیاه غیر تراریخت در غلظت 2/0 میلی‏گرم در لیتر جیبرلیک اسید در مقایسه با غلظت صفر باعث افزایش 10 درصد پروتئین شده و در غلظت 4/0 با کاهش معنی دار 10 درصد، مقدار پروتئین مجددا به سطحی که گیاه غیر تراریخت فاقد تیمار GA3 بود رسید. در برگ گیاه تراریخت تیمار GA3 در غلظت های 2/0 و 4/0 در قیاس با غلظت صفر به ترتیب موجب افزایش معنی‌دار 45 درصد و 52 درصد پروتئین محلول برگ‌ها شد. مقایسه دو گیاه بدون تیمار GA3 نشان داد پروتئین برگ گیاه غیرتراریخت با مقدار معنی دار 46 درصد بیشتر از گیاه تراریخت بود. در غلظت 2/0 جیبرلیک اسید نیز گیاه غیرتراریخت 12 درصد پروتئین بیشتری داشت که این مقدار تفاوت معنی دار بود. اما در غلظت 4/0 جیبرلیک اسید گیاه تراریخت به میزان معنی داری پروتئین محلول بیشتری نسبت به گیاه غیر تراریخت داشت (شکل 2سمت چپ).

 

 

   

شکل2: اثر جیبرلیک اسید ( (GA3 بر محتوای پروتئین محلول کل برگ (سمت چپ) و ریشه (سمت راست) گیاهان غیرتراریخت (ستون سفید) و تراریخت (ستون سیاه). دادهها میانگین 3 تکرار ±SD و حروف نامشابه نشاندهنده اختلاف معنیدار (05/0P≤) بر اساس تست توکی میباشد.

 

 

برخلاف برگ، اندازه گیری پروتئین محلول کل ریشه در دو گیاه تراریخت و غیر تراریخت بدون تیمار  GA3افزایش معنی دار 29 درصد پروتئین ریشه های تراریخت را نشان داد. در ریشه‏های غیر تراریخت در غلظت 2/0 و 4/0 نسبت به غلظت صفر به ترتیب افزایش معنی دار 28 درصد و 22 درصد در میزان پروتئین محلول کل مشاهده گردید. مقدار پروتئین ریشه گیاه غیرتراریخت در غلظت 4/0 جیبرلیک اسید مقدار معنی دار 8 درصد کمتر از غلظت 2/0 بود. مقدار پروتئین محلول ریشه های تراریخت در غلظت 2/0 جیبرلیک اسید افزایش معنی دار 17 درصد را در قیاس با غلظت صفر و 15 درصد  را در قیاس با غلظت 4/0 نشان داد. مقایسه میزان پروتئین محلول ریشه دو گیاه در غلظت 2/0 و 4/0 به ترتیب افزایش معنی دار 18 درصد و 10 درصد پروتئین محلول  در ریشه تراریخت را نشان داد (شکل2 سمت راست).

تیمار GA3 علاوه بر اینکه بر مقدار پروتئین محلول کل اثر گذاشت الگوی الکتروفورز پروتئین‌های برگ و ریشه  را نیز در دو گیاه تراریخت و غیر تراریخت تغییر داد. در الگوی الکتروفورزی پروتئین‌های برگ 4 باند پروتئینی شاخص مشاهده گردید که تیمار GA3 بیان آن‌ها را به طور معنی‌ داری تغییر داده است. باند شماره 1 در گیاه غیر تراریخت در اثر تیمارهای 2/0 و 4/0 میلی گرم در لیتر جیبرلیک اسید تغییر معنی‌داری نیافت اما در گیاه تراریخت تیمار جیبرلیک اسید، بیان این باند پروتئینی را به طور معنی‌داری به ویژه در غلظت 2/0 افزایش داد. باندهای 2، 3، و 4 در هر 2 گیاه بر اثر تیمار GA3 افزایش بیان نشان داد با این تفاوت که در گیاه غیرتراریخت بیان این باندهای پروتئین در غلظت 4/0 میلی‏گرم در لیتر GA3  بیشتر از غلظت 2/0 میلی‏گرم در لیتر بود در حالی که در گیاه تراریخت در غلظت 2/0 نسبت به غلظت 4/0 افزایش بیان بیشتری داشت (شکل 3 و 4).

 

شکل 3: الگوی الکتروفورزی (SDS-PAGE) پروتئینهای محلول برگ گیاهان تراریخت و غیر تراریخت تنباکو در  غلظتهای مختلف جیبرلیک اسید ((GA3.M : پروتئین مارکر، 0، 2/0 و 4/0: غلظت جیبرلیک اسید 4، 3، 2، 1 میلی گرم در لیتر شماره باندهای شاخص تغییر یافته.

 

در الگوی پروتئینی ریشه نیز 4 باند پروتئینی شاخص مشاهده گردید. باند1 در ریشه غیر تراریخت بر اثر تیمار 2/0 و 4/0 افزایش بیان نسبتا یکسانی را نسبت به تیمار صفر نشان داد اما بیان این باند پروتئینی در ریشه تراریخت در غلظت 2/0 افزایش و در غلظت 4/0 تغییر معنی داری نسبت به غلظت صفر پیدا نکرد. تیمار GA3 بیان باند پروتئینی 2 را در گیاه غیر تراریخت تغییر چندانی نداد در حالی که در گیاه تراریخت غلظت 2/0 جیبرلیک اسید بیان این باند پروتئینی را افزایش و غلظت 4/0 کاهش داد. تیمارهای 2/0 و 4/0 جیبرلیک اسید بیان باند پروتئینی 3 را در گیاه غیر تراریخت به میزان نسبتا یکسانی افزایش دادند. در حالی که در گیاه تراریخت، غلظت 2/0 جیبرلیک اسید بیان این باند پروتئینی را افزایش و غلظت 4/0 کاهش داد. باند شماره 4 در ریشه ی غیر تراریخت در هر دو غلظت 2/0 و 4/0جیبرلیک اسید افزایش بیان یکسانی را نشان داد در حالی که در گیاه غیر تراریخت اگرچه هر دو غلظت 2/0 و 4/0 جیبرلیک اسید موجب افزایش بیان این باند پروتئینی گردید اما این افزایش در غلظت 2/0 بیشتر بود (شکل 5 و 6).


 

 

 

 

شکل 4: تراکم نسبی باندهای پروتئینی در غلظتهای مختلف جیبرلیک اسید در برگهای گیاهان غیر تراریخت (سمت چپ) و تراریخت (سمت راست) توتون. دادهها میانگین سه تکرار ± SD و حروف نا مشابه در هر باند بهطور مستقل نشان دهنده اختلاف معنیدار (05/0(P≤ میباشد.

 

 

شکل5: الگوی الکتروفورزی (SDS-PAGE) پروتئینهای ریشه گیاهان تراریخت و غیر تراریخت توتون در غلظتهای مختلف جیبرلیک اسید  ((GA3.M : پروتئین مارکر، 0، 2/. و 4/. : غلظت جیبرلیک اسید 4،3،2،1 میلی گرم در لیتر شماره باندهای شاخص تغییر یافته.

   

شکل 6: تراکم نسبی باندهای پروتئینی در غلظتهای مختلف جیبرلیک اسید در ریشه گیاهان غیر تراریخت (سمت چپ) و تراریخت (سمت راست)  توتون. دادهها میانگین سه تکرار ± SD وحروف نامشابه در هر باند بهطور مستقل نشان دهنده اختلاف معنیدار (05/0P≤) بین میانگینها میباشد.

 

     


بحث

T-DNA Ri منتقل شده به گیاه توتون که موجب تراریخت شدن گیاه شده است حاوی ژن GUS به عنوان ژن گزارش گر متصل به ژن مقاومت به کانامایسین است. بیان این ژن در گیاه باعث تولید آنزیم بتاگلوکورونیداز می شود. همانگونه که در شکل 1 مشخص است انجام PCR با استفاده از پرایمر GUS منجر به ایجاد باند 700bp گردید که تراریخت بودن گیاه و حضور این ژن را در گیاه تراریخت تایید می کند. انجام PCR با استفاده از ژن گزارش گر GUS جهت اثبات انتقال ژن توسط آگروباکتریوم به گیاه کلم ((Brassica juncea نیز مورد استفاده قرار گرفته و نتایج مشابه گزارش شده است (20).

در مطالعه حاضر مشخص شد که جیبرلیک اسید خارجی محتوای پروتئینی ریشه و برگ دو گیاه تنباکو را افزایش داده و بیان و تراکم باندهای پروتئینی را نیز در هر دو گیاه افزوده است. در حالتی که دو گیاه فاقد تیمار بوده اند در برگ، گیاه غیر تراریخت و در ریشه، گیاه تراریخت پروتئین بیشتری داشتند. شاید این مطلب نشان دهنده این موضوع باشد که ژن های کد کننده آنزیم های بیوسنتزکننده اکسین به طور اختصاصی در ریشه گیاهان تراریخت بیان می شود. در برگ گیاه تراریخت در غلظت 4/0 جیبرلیک اسید میزان پروتئین‌های محلول نسبت به غلظت 2/0 بیشتر بوده  در حالی که در ریشه و برگ غیر تراریخت و همچنین ریشه تراریخت غلظت بهینه جیبرلیک اسید برای افزایش پروتئین‏های محلول 2/0 میلی گرم در لیتر بدست آمد.

تنظیم کنندگان رشدگیاهی از جمله جیبرلین ها افزایش محتوای پروتئینی گیاهان را القا می کنند. محصول بیشتر و محتوای پروتئینی بیشتر تحت اثر تنظیم کنندگان رشد ممکن است به علت فعال‌سازی راه‌کارهای متعدد مرتبط با رشد گیاه و سوخت و ساز آن باشد (1).Al-Rumaih و همکاران (21) نشان دادند که تیمار گیاهVigna unguiculata L.  با جیبرلیک اسید و کادمیم به طور معنی‌داری مقدار پروتئین محلول و باندهای پروتئینی این گیاه را افزایش می‌دهد. آنها افزایش مقدار پروتئین را به افزایش سطح ریبوزوم‌ها بر اثر تیمار جیبرلیک‌اسید نسبت دادند. تیمار برگی گیاه لگوم Parkia javanica با ppm10 جیبرلیک اسید سبب افزایش پروتئین‌های محلول این گیاه می شود. تحریک چندین پروتئین از طریق بکارگیری جیبرلیک اسید ممکن است به نقش مستقیم این هورمون در افزایش سنتز پروتئین در سطح نسخه برداری و ترجمه مربوط باشد (22). Robinson (23) این فرض را تایید کرد که جیبرلیک اسید ممکن است تبدیل ATP به cAMP را از طریق آدنیل‌سیکلاز انجام دهد. آدنیل سیکلاز بافت های هدف را برای بیرون دادن پاسخ از طریق اثر بر روی افزایش فرآیند نسخه‌برداری القا می‏کند که منجر به تحریک سنتز پروتئین می شود. Roa و Khan (24) که بر روی سازوکار عمل جیبرلیک اسید بر روی جنین جو مطالعه می‌کردند و تشکیل پلی‌زوم را بوسیله جیبرلیک‌اسید و cAMP مشاهده نمودند. آنها نتیجه گرفتند که cAMP حدواسط جیبرلیک اسید برای افزایش تشکیل پلی‌ریبوزوم‏ها است. همچنین افزایش محتوای پروتئین به وسیله تنظیم کنندگان رشد گیاهی ممکن است به علت افزایش تشکیل شبکه آندوپلاسمی خشن که محیط مناسبی را برای افزایش پلی ریبوزوم mRNA فراهم می کند باشد. همچنین جیبرلیک اسید احتمالا سطح پروتئین را در اندام هوایی و ریشه از طریق کاهش فعالیت آنزیم های درگیر در کاتابولیسم mRNA  مانند ریبونوکلئاز افزایش می دهد و منجر به افزایش سنتز پروتئین می‏شود (21). از طرفی دیگر باید توجه داشت که مقدار پروتئین هایی که در برگ حضور دارند حاصل تعادل بین ساخته‌ شدن و شکسته شدن واحد های پروتئینی است. جیبرلیک اسید فعالیت اندوپپتیدازها و دیگر آنزیم‌های هیدرولیتیک را برای برخی از پروتئین‌های برگ کاهش می‌دهد. در ذرت غلظت پروتئین و کلروفیل به موازات افزایش فعالیت اندوپپتیدازها کاهش می‏یابد  (25و 26).

تفاوت در باندهای پروتئینی ممکن است به علت تفاوت در ترکیب اسید آمینه‏های آنها باشد (2) زیرا که حتی تغییر اندک در ترکیب آمینو اسیدی پلی پپتیدها ممکن است اثر معنی داری بر تراکم باندهای پروتئینی داشته باشد. در مورد باندهای پروتئینی به نظر می رسد در برگ گیاه تراریخت غلظت 2/0 میلی‏گرم جیبرلیک اسید اثر افزایشی بیشتری بر بیان باندهای پروتئینی داشته است حال آنکه در گیاه غیر تراریخت این اثر افزایشی در غلظت 4/0 بیشتر است. در ریشه تراریخت نیز غلظت 2/0 اثر افزایشی بر روی بیان باندهای پروتئینی داشته اما غلظت 4/0 چنین اثری را نداشت. در حالی که در ریشه غیر تراریخت هر دو غلظت جیبرلیک اسید اثر افزایشی تقریبا یکسانی بر بیان باندهای پروتئینی داشت.

 

نتیجه گیری

با توجه به توضیحات ذکر شده این چنین می توان نتیجه گرفت که جیبرلیک اسید از طریق مجموعه ای از راه کارهای برشمرده شامل افزایش ریبوزوم ها، افزایش نسخه برداری و ترجمه و کاهش فعالیت آنزیم های هیدرولیز کننده RNA و پروتئین ممکن است محتوای پروتئینی هر دو گیاه تراریخت و غیر تراریخت توتون را افزایش داده و همچنین بیان پروتئین‏های خاصی را بیشتر کرده است.

 

تشکر و قدر دانی

نویسندگان مقاله از دانشگاه اصفهان و همچنین قطب تنش های گیاهی به واسطه حمایت از این پژوهش قدردانی می نمایند.

 

  1. Bora RK, Sarma,CM. Effect of Gibberellic Acid and Cycocel on Growth , Yield and Protein Content of Pea. Asian J. of Plant Sci. 2006; 5(2): 324-330.
  2. Stefanov LK, Iliev LK, Popova NT. Influence of GA3 and 4-PU-30 on leaf protein composition photosynthetic activity and growth of maize seedlings. Biologia Plantarum. 1998; 41(1): 54-63.
  3. Huizen RV, Ozga JA, Reinecke DM. Influence of Auxin and Gibberell in Vivo Protein  Synthesis during Early Pea Fruit Growth. Plant Physiol. 1996; 112: 53-59.
  4. Meershad RL, Raming DW. Effect of media on embryo enlargement, in germination and development in early-riping genotypes of prunus grown in Vitro. Plant cell  Tiss. and Org. Cult. 1994; 37: 55-61.
  5. Roh KS, Im EJ, Yeo SE, Oh MJ, et al. Exogenous GA3 Increases Rubisco Activation in Soybean Leaves. J. of Plant Biol. 2001; 44(1): 53-60.
  6. Khan NA. Effect of gibberellic acid on carbonic anhydrase, photosynthesis, growth and yield of mustard. Biol. plant. 1996; 38: 145-147.
  7. Van weely S, Bleumer A., Spruyt R, Shram AW. Chalcone isomerase in flowers of mutant of Petunia hybrid. Planta. 1983; 59: 226-239.
  8. Stephen GT, Ivo R, Camille MS. Gibberellin metabolism and signaling. Vitamins and  Hormones. 2005; 72: 289-338.
  9. Carl NMD. Rapid flowering Nicotiana tabacum L. Sex Plant Reproduction. 1999; 12: 123-124.

10. Hashem EA. Estimation of endogenous auxin and cytokinin in hairy roots incited on Solanum dulcamara plant by Ri plasmid of Agrobacterium rhizogenes. Aust. J. of Basic and Applied Sci. 2009; 3(1): 142-147.

11. Dill A, Thomas SG, Hu J, Steber CM, et al. The Arabidopsis F-box protein SLEEPY1 targets gibberellin signaling repressors for gibberellin-induced degradation. Plant Cell. 2004; 16: 1392–1405.

12. Gomi K, Sasaki A, Itoh H, Ueguchi-Tanaka M, et al. GID2, an F-box subunit of the SCF E3 complex, specifically interacts with phosphorylated SLR1 protein and regulates the gibberellin-dependent degradation of SLR1 in rice. Plant J. 2004; 37: 626–634.

13. Zamanzadeh Z, Ehsanpour AA. Assessment of salt tolerance of transgenic tobacco (Nicotiana tobacum L.) Plants expressing AUX gene. Progress in Biological Sci. 2011; 1: 17-23.

14. Ehsanpour AA, Twell D. Analysis of SFL1 and SFL2 promoter region in Arabidopsis thaliana using gateway cloning system. J. of Sci. 2005; 16: 303-309.

15. Murashige T, Skoog F. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol. Plantarum. 1962; 15: 473-497.

 

16. Amini F, Ehsanpour AA, Hoang QT, Shin JS. Protein pattern changes tomato under in vitro salt stress. Russian J. of Plant Physiol.. 2007; 54(4): 464-471.

17. Olson BJSC, Markwell J. Current Protocols in Protein Science Detection and Assay method. 2007; 48: 3.4.1-3.4.29.

18. Hames BD. One dimensional polyacrylamide gel electrophoresis. In: Gel electrophoresis of protein. (Eds. Hames, B. D. and Rickwood, D.) 2nd ED. Oxford university press. New York; 1990; pp. 382.

19. Rabilloud T, Vuillard L, Gilly C, Lawrence JJ. Silver-staining of proteins in polyacrylamide gels, a general overview. Cellular and Molecular Biol.. 1994; 40: 57-75.

20. Paul S, Sikdar SR. Expression of NPTII marker and GUS reporter genes and their inheritance in subsequent generations of transgenic Brassica developed through Agrobacterium-mediated gene transfer. Cult. sci.. 1999; 76: 1569-1573.

21. Al-Rumaih MM, Rushdy SS, Warsy AS. Alteration in the protein Electrophoretic patterns of Cowpea, (Vigina unguiculata L.) Treated with Cadmium in the Presence or Absence of Gibberellic Acid. Saudi J. of Biol. Sci. 2002; 9: 47-56.

22. Premabati RK, Srivastava RC. Effect of gibberellic acid on in Vitro nitrite reductase activity and soluble protein , tital free amino acids and amides in the leaves of a tree legume, Parkia javanica. Acta Botanica India. 1995; 23: 269-272.

23. Robinson GA, Butcher RW, Sutherland EW. Cycle AMP. New York, Academic press; 1971.

24. Roa VS, Khan A. Enhancement of Polyribosome formation by gibberellic acid and 3,5 adenosine monophosphate  in barely embroyos. Biochem. and Biophysical Resereach Communications. 1975; 62: 25-30.

25. Feller U, Soong T, Hageman H. Leaf proteolytic activities and senescence during grain development of field grown corn (Zea mays L.). Plant Physiol.. 1977; 59: 290-294.

26. Shukry WM, El-Bassiouny HMS. Gibberellic acid effects on protein pattern, hydrolytic enzyme activities and ionic uptake during germination of Vicia faba in sea water. Acta Botanica Hungarica. 2002; 44 (1-2): 145-162.