بررسی تاثیر مایع مغزی نخاعی جنینی رت نژاد H-Tx بر تکثیر و تمایز سلول‏های پروژنیتور کورتکس مغز رت نژاد ویستار

نوع مقاله: علمی - پژوهشی

نویسندگان

1 دانشگاه خوارزمی، دانشکده علوم زیستی، گروه زیست‏شناسی سلولی و مولکولی، تهران، ایران

2 دانشجوی دکتری سلولی تکوینی جانوری، دانشگاه خوارزمی، دانشکده علوم زیستی، گروه علوم جانوری، تهران، ایران

-

چکیده

هدف: هدف از مطالعه حاضر این است که نشان داده شود که انسداد جریان CSF در رت هیدروسفال نژاد تگزاس (H-Tx) و در نتیجه تغییر در محتوی پروتئینی آن می‌تواند موجب تکوین غیر طبیعی کورتکس گردد.
مواد و روش‌ها: سلول‌های کورتکس از جنین‌های رت نژاد ویستار 18 و 21 روزه استخراج و به‏مدت 24 ساعت در محیط کشت نوروبازال کشت شدند. سلول‌ها در دو گروه تجربی قرار گرفتند و با غلظت‌های مختلف CSF حرارت دیده و حرارت ندیده که از جنین‌های 20 و 21 روزه جمع‌آوری شده بودند کشت شدند. پس از طی 48 ساعت، سلول‌ها از نظر مورفولوژیکی و میزان تکثیر بررسی شدند.
نتایج: CSF هیدروسفال جنینی مهارکننده تکثیر پروژنیتورهای کورتکس نرمال استخراج شده از جنین رت بود. این اثر CSF با حرارت از بین رفت.
نتیجه گیری: CSF محتوی فاکتورهای مهمی است که قادر به تحریک تکثیر و تمایز سلولی است و احتمالا برخی از این فاکتورها پروتئین می‌باشند و به‏نظر می‌رسد که اختلال در جریان CSF و تغییر در ترکیب آن می‌تواند موجب ایجاد نقایصی در کورتکس مغز در مبتلایان به هیدرو سفالی گردد.
 

کلیدواژه‌ها


مقدمه

در جوندگان و پریمات­ها از جمله انسان تکوین کورتکس مغز که شامل مراحل تکثیر سلولی، مهاجرت و تمایز سلول­های نورونی است در اواخر دوران جنینی و اوایل دوران پس از تولد به‏وقوع می­پیوندد. مطالعات نشان می­دهند که در مدل رت، فرآیندهای تکوینی تکثیر، مهاجرت و تمایز نورونی در روزهای 16 تا 19 دوران جنینی به‏وقوع می­پیوندد اما در زمان پس از تولد میزان تمایز سلولی و سیناپس­زایی افزایش می­یابد (1). بررسی­های متعددی که در طی دهه اخیر صورت گرفته­اند نقش غیر قابل انکار مایع مغزی نخاعی را در طی این مراحل اثبات می‏نمایند (2 و 3). مایع مغزی نخاعی (CSF) مایعی است شفاف و بی رنگ، که دارای محتوای پروتئینی و سلولی پایینی می­باشد.CSF  به‏طور مداوم توسط شبکه­های کوروئید بطن‏های جانبی، سوم و چهارم تولید می­شود. این مایع از نظر مواد تشکیل دهنده شباهت زیادی به پلاسما دارد و اختلاف اصلی بین این دو، در محتوای پروتئینی آن‏ها است. سد خونی- مایع مغزی نخاعی جابجایی اغلب پروتئین‏ها را محدود می‏کند (4). بر اساس نتایج حاصل از مطالعاتی که طی دهه اخیر برروی CSF انجام شده است این مایع علاوه بر دارا بودن ویژگی ضربه‏گیری و وظایف مکانیکی، دارای وظایف مهم دیگری در دوران جنینی می­باشد که از آن جمله می‏توان به نقش محتویات پروتئینی و به‏ویژه تاثیر فاکتورهای رشد آن در حمایت و سازماندهی رشد و نمو طبیعی مغز اشاره نمود (5). هیدروسفالی نوعی بیماری است که در نتیجه عدم توازن میان ترشح و بازجذب مایع مغزی نخاعی ایجاد می­گردد (6). تا به امروز تحقیقاتی که بر روی این بیماری انجام گرفته است بیشتر بر اثرات مکانیکی تجمع CSF در تمامیت ساختار و عمل‏کرد مغز تاکید داشته اند و نقش CSF به‏عنوان یک ترکیب فعال در روند تکوین نرمال کورتکس مغز کمتر مورد توجه قرار گرفته است (11-7). هدف از مطالعه حاضر بررسی ارتباط بین انسداد جریان CSF وقوع یافته در هیدروسفالی و تکوین غیر طبیعی کورتکس مغز و بررسی نقش احتمالی پروتئین­ها در این روند است بدین منظور،CSF از رت­های نژادH-Tx (رت نژاد تگزاس) استخراج گردید. رت H-Tx حیوان مدل هیدروسفالی مادرزادی می‏باشد (12). مغز این حیوانات در مقایسه با رت­های ویستار دارای مقادیر اضافه از تجمع آب می­باشد‏ (13). در این تحقیق رت نژادH-Tx  به‏دلیل وقوع طبیعی هیدروسفالی و همچنین شباهت زیاد آن به نوع هیدروسفالی مادرزادی انسانی مورد استفاده قرار گرفت.

مواد و روش‏ها

نگه‏داری و آماده نمودن حیوانات آزمایشگاهی: در این مطالعه تجربی، به‏منظور تهیه نمونه­های CSF جنینی از کلونی رت نژاد H-Tx (اهدایی دکتر جلیل احمد میان از دانشگاه منچستر) و به‏منظور تهیه پروژنیتورهای کورتکس مغز از کلونی رت مدل ویستار(تهیه شده از مرکز تکثیر و پرورش حیوانات آزمایشگاهی دانشگاه خوارزمی تهران) استفاده گردید. حیوانات آزمایشگاهی با شرایط 12 ساعت روشنایی و12 ساعت تاریکی و تغذیه و آب کافی نگه‏داری و پرورش داده شدند و انجام آزمایشات بر اساس مصوبات کمیته اخلاق زیستی گروه علوم جانوری در دانشکده علوم زیستی صورت پذیرفت.

جمع آوری:CSF CSF مورد استفاده در این بررسی از جنین‏های رتH-Tx  طی روزهای خاص حاملگی (روزهای 20 و 21) استخراج شدند. جهت استخراج CSF، رت­های مادر توسط استنشاق گاز  CO2کاملا بی‏هوش شدند و جنین­های آن‏ها همراه با رحم از بدن خارج شد. پس از شستشو در سرم، جنین­ها به پلیت­های استریل منتقل شدند. به‏منظور جمع آوریCSF ابتدا نوک پیپت پاستور توسط حرارت مستقیم نازک گردید. با استفاده از پیپت پاستور نازک شده CSF از ناحیه بطن­های جانبی جنین رت H-Tx جمع آوری گردید. تمامی نمونه‏های جمع آوری شده به‏داخل میکروتیوب­های استریل منتقل شدند و در rpm10000 به‏مدت 10 دقیقه سانتریفیوژ شدند. در پایان مایع رویی به‏داخل میکروتیوب­های استریل منتقل شد و میکروتیوب­ها بلافاصله در دمای 70- درجه سانتی‏گراد فریز شدند. در رت H-Tx بطن­های جانبی به‏میزان زیادی بزرگ شده­اند و این امر جمع­آوری CSF از این ناحیه را در این موجودات تسهیل می­کند (14و 15).

کشت پروژنیتورهای کورتکس مغز: کورتکس نیمکره­های مغز جنین­های سالم 18 و20 روزه رت­های ویستار جدا شدند و در بافر نمکی فسفات (PBS) سرد قرار گرفتند. پس از هضم مکانیکی، به‏منظور هضم آنزیمی، بافت به‏مدت 20 دقیقه در Trypsin-EDTA (Sigma, UK)، 25 درصد در دمای 37 درجه سانتی‏گراد قرار گرفت. به‏دنبال انکوباسیون، تریپسین-EDTA توسط محیط کشت نوروبازال (Gibco, UK) غنی شده با B27 (Gibco, UK)  غیر­فعال شد. این محیط کشت یک محیط فاقد سرم را جهت بقا و تکثیر پروژنیتورهای نورونی فراهم می­کند. در ادامه سوسپانسیون سلولی سانتریفیوژ شد و پس از سانتریفیوژ به پلت سلولی محیط نوروبازال تازه اضافه شد. سلول­ها در پلیت­های 96 خانه کووت شده با پلی دی لایزین (05/0 میلی‏گرم بر میلی‏لیتر) به تعداد cell/ml104Í1در محیط کشت نوروبازال حاویB27 2 درصد، Unit/ml100 آنتی­بیوتیک پنی‏سیلین و100 میکروگرم بر میلی‏لیتر آنتی­بیوتیک استرپتومایسین (Gibco, UK) وmM 2 گلوتامین  (Sigma, UK)کشت شدند و درون انکوباتوردر دمای 37 درجه سانتی‏گراد و CO2، 5 درصد انکوبه شدند (14 و 15).

نحوه بررسی تاثیر CSF جنینی بر پروژنیتورهای کورتکس مغز: به‏منظور بررسی اثر مایع مغزی نخاعی روزهای 20 و 21 بر پروژنیتورهای کورتکس مغز، سلول­ها در سه گروه کنترل، گروه تیمار شده با CSF و گروه تیمار شده با CSF حرارت دیده قرار گرفتند. گروه کنترل به‏عنوان گروهی که هیچ غلظتی از مایع را دریافت نکرد گروه دوم، گروهی بود که با نسبت‏هایv/v CSF 25 و 10 که از حیوانات با سنین مختلف جمع آوری شده بود (روزهای 18 و 20) تیمار گشتند. گروه سوم گروهی که با دو غلظتCSF حرارت دیده جمع آوری شده از جنین های 20 و 21 تیمار شدند. گروه سوم جهت بررسی نقش احتمالی پروتئین‏ها و پپتیدهای موجود در این مایع طراحی گردید زیرا حرارت باعث دناتوره شدن پروتئین­ها و در نتیجه ممانعت نمودن از فعالیت طبیعی آن‏ها می­گردد.

ارزیابی میزان تکثیر سلولی با استفاده از روش ATP-assay: میزان تکثیر سلولی با استفاده از کیت fluorescence based LumitechVialight High Sensitivity CellProliferation and Cytotoxicity Kit (ViaLightTM HS, Bio Whittaker Company) و بر اساس دستورالعمل آن مورد ارزیابی قرار گرفت. این روش بر پایه اندازه­گیری میزان  ATPاستوار است (14).

ارزیابی مورفولوژی سلول­ها توسط میکروسکوپ معکوس: جهت انجام بررسی مورفولوژیکی، سلول­هایی که تحت تاثیر CSF قرار گرفتند و سلول­هایی که در محیط نوروبازال فاقد CSF قرار داشتند به‏دقت توسط میکروسکوپ فاز متضاد با بزرگنمایی X200 مورد ارزیابی قرار گرفتند (15).

آنالیز آماری: جهت تجزیه و تحلیل آماری داده­ها از نرم افراز SPSS16 آزمون آماری پارامتریک One-way ANOVA استفاده شد. نمودارها از طریق نرم افزار Excel رسم شدند. 05/0 P<معنی­دار تلقی گردید و هر آزمایش حداقل 3 مرتبه تکرار شد و داده­ها به‏صورت میانگین همراه با انحراف معیار نشان داده شدند.

 

نتایج

نتایج حاصل از بررسی میزان تکثیر سلول­های پروژنیتور کورتکس مغز، در حضور مایع استخراج شده از جنین­های رت H-Tx  نشان داد که  CSFجمع آوری شده از جنین­های رت هیدروسفال H-Tx در روز 21 دارای اثر مهاری بر روند تکثیر پروژنیتورهای کورتکس مغز رت­های ویستار روزهای 18 و 20 می­باشد این اثر مهاری ممکن است به‏علت حضور پروتئین­ها و پپتید­ها باشد زیرا در گروهی که با CSF  حرارت دیده تیمار شده بود این اثر مهاری مشاهده نشد. به‏علاوه نتایج حاصل از این بررسی نشان داد که اثر مهاری CSF در روند تکثیر سلول­های کورتکس مغز وابسته به دوز می­باشد به گونه‏ای که  CSF، 25 درصد از اثر مهاری بیشتری در مقایسه باCSF، 10 درصد برخوردار بود (شکل  A, B.1). در شرایطin vivo سلول­ها در تماس باCSF  همان سن می­باشند. جهت ایجاد چنین شرایطی سلول­های 20 روزه رت نژاد ویستار با CSF استخراج شده از رت  H-Tx20 روزه تیمار شدند. در این مورد نیز نتایج مشابه با دو گروه قبلی حاصل گردید (شکلC1). از طرف دیگر نتایج این بررسی نشان داد که سلول­های استخراج شده از جنین‏های 18 روزه رت در محیط کشت نوروبازال سرعت تکثیری بالاتری در مقایسه با سلول­های استخراج شده از جنین‏های 20 روزه رت دارند. این نتایج نشان می­دهد که توانایی تکثیر سلولی با افزایش سن کاهش می­یابد (شکل 2). در روند بررسی اثر مهاری CSF روزهای 20 و 21 جنینی بر روی سلول­های استخراج شده از جنین‏های 18 و 20 روزه رت، تعداد سلول­ها در نمونه 18 روزه در مقایسه با ‏20 روزه بیشتر بود که این نیز مربوط به توانایی تکثیر بیشتر سلول­ها در این سن می­باشد. بررسی میکروسکوپی سلول­های 18 روزه رت در محیط نوروبازال پس از طی 24 ساعت ظهور زوائد نورورونی که نشان دهنده آغاز تمایز سلولی است را نشان داد (شکل 3). به‏علاوه نتایج حاصل از بررسی مورفولوژیکی سلول­ها نتایج قبلی ما را تایید کردند. همان‏گونه که در شکل 4 نشان داده شده است CSF استخراج شده از رت هیدرو سفال 21 روزه منجر به مهار تکثیر سلول­های E18 ویستار پس از 48 ساعت گردیده است.

 

 

 

 

 

 

شکل1: مقایسه اثر CSF جنینی استخراج شده از رت 21 روزه H-Tx بر میزان بقا و تکثیر پروژنیتورهای کورتکس مغز استخراج شده از جنین­های رت ویستار 18،  (Aو20 روزه، (B وCSF  جنینی استخراج شده از رتH-Tx  20 روزه بر پروژنیتورهای کورتکس مغز جنین 20 روزه،  (Cبا استفاده از روش تکثیری. CSF در هر دو سن و در هردو غلظت 10 و 25 درصد دارای اثر مهاری بر روی سلولهای ویستار 18 و 20 روزه در مقایسه با گروه کنترل و گروه تیمار شده با CSF گرما دیده بود (05/0P≤ ).

 

 

 

شکل2: مقایسه میزان تکثیر سلول­های پروژنیتور نرمال رت ویستار در سنین مختلف در دوران جنینی. نتایج نشان می­دهند که سلول­های پروژنیتور کورتکس نرمال دارای قدرت تکثیری وابسته به سن می­باشند. همان­گونه که مشاهده می­شود تفاوت معنی­داری بین تعداد سلول­های روزهای 18 و 20 پس از طی 72 ساعت از زمان انکوباسیون در محیط کشت نوروبازال وجود دارد (05/0 P≤ و 9n=). سلول­های 18 روزه دارای قدرت تکثیری بالاتری در مقایسه با سلول­های 20 روزه  می‏باشند.

 

 

شکل 3: فوتومیکروگراف از سلول­های 18 روزه پس ازطی 24 از انکوباسیون در محیط نوروبازال. فلش­ها نشان‏دهنده شروع شکل­گیری استطاله­ها هستند. (بزرگنمایی X200)

 

 

شکل 4: فوتو میکروگراف از سلول­های ویستار روز 18 روزه پس از گذشت 48 ساعت از انکوباسیون در محیط نوروبازال، A) و درCSF هیدروسفال25 درصد، B). همانگونه که در شکل مشاهده میشود تراکم سلولی در نمونهای که با CSF هیدروسفال انکو‏به شده است در مقایسه با نمونه­ای که در محیط کشت تنهاست بهطور چشمگیری کاهش یافته است (بزرگنماییX200).

 


بحث

هیدروسفالی مادرزادی نوعی بیماری مادام العمر می­باشد که تا به امروز راه‏کار مناسبی که موجب درمان قطعی آن گردد ارائه نشده است. تحقیقاتی که تا به امروز بر روی این ناهنجاری صورت گرفته است بیشتر بر اثرات مکانیکی تجمع CSF در این نوع بیماری تاکید داشته­اند و در نتیجه جراحی و یا شانت‏گذاری با هدف ممانعت نمودن از افزایش فشار داخل جمجمه‏ای و منحرف کردن مسیر مایع مغزی نخاعی، روش‏های درمانی متداول هیدروسفالی محسوب می­گردند (16). رت H-Tx به‏عنوان حیوان مدل هیدروسفالی مادرزادی است در این مدل انسداد در مسیر مایع مغزی نخاعی در روز 18 دوران جنینی یعنی زمانی که در تکوین کورتکس از اهمیت ویژه‏ای برخوردار است به‏وقوع می‏پیوندد (17). پیش از انسداد جریان CSF در قنات سیلویوس، نوروژنژ و مهاجرت از اپی‏تلیوم زایا مانند رت نرمال صورت می­گیرد اما به‏دنبال انسداد جریان CSF تکثیر سلولی کاهش می‏یابد و نوروژنز اپی‏تلیوم زایا غیر‏طبیعی می­شود (14 و 18). مدل رت هیدروسفالی دارای ویژگی‏های مشترکی با انسان مبتلا به هیدروسفالی مادرزادی می­باشد و در نتیجه مدل مناسبی برای فهم بسیاری از فرآیندهای پاتوفیزیولوژیکی است که در این بیماری به‏وقوع می‏پیوندد. با توجه به این‏که در این مدل تا پیش از وقوع انسداد در مسیر جریان CSF تکوین کورتکس مغز روند طبیعی خود را دارد این گونه فرض شد که احتمالا انسداد جریانCSF و در نتیجه تحت تاثیر قرار گرفتن محتویات آن، در بروز هیدروسفالی موثر است و بر پایه این فرضیه این آزمایش طراحی گردید. نتایج حاصل از این بررسی اثر مستقیم مایع مغزی نخاعی جنینی را در تکوین کورتکس نشان می­دهد. مایع مغزی نخاعی جنین هیدروسفال 20 و 21 روزه دارای اثر مهاری بر روی سلول­های پروژنیتور کورتکس مغز در یک الگوی وابسته به دوز بود این‏گونه استنباط شد که این اثر در ارتباط با پپتیدها و پروتئین‏های موجود در مایع مغزی نخاعی است زیرا این اثر با حرارت دادن CSF از بین رفت. احتمالا انسداد مسیر CSF در دوران جنینی موجب تجمع موادی می‏گردد که عمل‏کرد مهاری دارند و یا ترکیباتی وجود دارند که در صورت افزایش غلظت، مهاری می­شوند. همچنین نتایج این بررسی نشان داد که سلول‫های پروژنیتور کورتکس مغز در مایع مغزی نخاعی نرمال و یا حرارت دیده بقا می­یابند که این امر بیان‏گر این واقعیت است که CSFجنینی یک محیط مغذی را برای سلول­ها به‏وجود می‫آورد و نیازی به اضافه نمودن فاکتورهای رشد و سایر ترکیبات نیست. محققان دیگر نیز به بررسی نقش CSF در تکوین سیستم عصبی پرداخته­اند به‏طور مثال مشایخی و همکاران (14) با استفاده از بررسی­های هیستولوژیکی نشان دادند که در رت نژاد H-Tx اندازه بطن­ها در مقابسه با رت نژاد ویستار و رت H-Tx نرمال بزرگتر است در صورتی‏که ضخامت کورتکس مغز در رت­های H-Tx به‏صورت چشم‏گیری در مقایسه با رت نژاد ویستار و رت H-Tx نرمال کاهش می­یابد. آن‏ها همچنین نشان دادند که ضخامت اپی‏تلیوم زایا در گروه مبتلا در روز 19 و 20 دوران جنینی و 1 الی 2 روز پس از تولد کاهش می­یابد. آن‏ها برای اثبات تاثیرCSF بر این روند،CSF  استخراج شده از رت­های 20 روزه نژاد ویستار و رت‏های 20 روزه نژاد   H-Tx را بر روی پروژنیتور­های کورتکس مغز استخراج شده از جنین رت نژاد ویستار اثر دادند و اثبات نمودند که  CSFدارای اثر مهاری در روند تکثیر این سلول­ها می‏باشد. نتایج حاصل از بررسی Gato و همکارانش (19) که برروی قطعات نورواپی‏تلیوم مزنسفالن مغز جوجه که به‏روش ارگانوتیپیک کشت شدند صورت گرفت نشان داد که تکثیر، تمایز و مهاجرت سلولی نرمال در نورون‏های لایه اپی­تلیالی لایه ژرمینال صورت نمی­گیرد مگر این‏که CSF جنینی به محیط کشت اضافه گردد. Martin و همکارانش (20) نشان دادند که CSF جنینی دارای نقش تغذیه‏ای بر رفتار سلول­های پیش‏ساز نورواپی­تلیال (Neuroepithelial precursor cells =NPC) در جنین­های رت می­باشد. آن‏ها اثبات نمودند که رفتارNPC  در طی دوران جنینی و همچنین دوران بلوغ ارتباط مستقیمی با محتویات حفرات مغزی به‏طور مثالCSF دارد. مطالعه دیگری در این زمینه توسط Lehtinen و همکاران (21) انجام شد. آن‏ها نشان دادند که CSF از طریق توزیع سیگنال­ها در سیستم عصب مرکزی یک نیچ تکثیری را برای سلول­های پروژنیتور نورونی فراهم می­کند. بررسی­های این گروه تحقیقاتی اثبات نمود کهCSF  تنظیم کننده تکثیر سلول­های پروژنیتور کورتکس مغز در یک رفتار وابسته به Igf2 می­باشد. آن‏ها پیشنهاد کردند که با توجه به افزایش غلظت Igf2 موجود در مایع مغزی نخاعی در مبتلایان به malignant glioblastoma، پروتئین­های موجود در CSF ممکن است منجر به ایجاد تومور در سیستم عصب مرکزی گردند. یاری و همکاران (22) نیز با استفاده از روش کشت کلونی‏های نوروسفیر (neurosphere) نشان دادند که مایع مغزی نخاعی روزهای 16 و 18 جنینی قادر به القا تکثیر در پروژنیتورهای مغزی می‏باشند در صورتی‏که تمایز این سلول­ها را به‏سمت سرنوشت گلیالی کاهش می‏دهند (22). نبیونی و همکاران (15)  به‏منظور مدل‏سازی تمایز نورونی در محیط in vitro از CSF جنینی روزهای 17 و 20 روزه ‏استفاده نمودند. نتایج حاصل از بررسی آن‏ها نشان داد که سلول­های  PC12 برحسب این‏که تحت تاثیرCSF کدامیک از روزهای جنینی قرار گیرند رفتار متمایزی از خود نشان می دهند. به نحوی که این سلول­ها تحت تاثیر CSF جنینی 17 و 19 روزه مارکرهای تمایز نورونی (MAP-2 و beta III tubulin) را بیان می‏نمایند، در‏حالی‏که تحت تاثیر CSF جنینی روزهای 18 و 20 بیان مارکرهای تمایزی در حداقل می­باشد. این سلول‏ها تحت تاثیر CSF جنینی 18 روزه بیشترین میزان تکثیر سلولی را نشان می­دهند، که این بدان معنی است که تکثیرسلول­های PC12 تحت تاثیر فاکتورهای رشد متفاوتی جدا از فاکتورهای درگیر در تمایز نورونی می­باشد. به‏علاوه تیم‏های تحقیقاتی متعددی گزارش نموده‏اند که فاکتورهای مختلفی مانند فاکتورهای رشد فیبروبلاستی (FGFs)، فاکتور‏های رشد شبه‏انسولین‏(IGFs) ، رتینوئیک اسید (RA)،BMPs  و Wnt در مایع مغزی نخاعی جنینی حضور دارند که قادر به تحریک تکثیر پروژنیتورهای مغز می باشند (23).

 

نتیجه گیری

نتایج حاصل از این بررسی نشان می­دهد CSF جنینی محتوی فاکتورهای مهمی است که قادر به تحریک تمایز و تکثیر سلولی است و احتمالا برخی از این فاکتورها پروتئین می­باشند. این مطالعه به‏‏خوبی اثبات کننده این نکته است که در مبتلایان به هیدرسفالی نه تنها افزایش میزان CSF روند تکوین نرمال مغز را تحت تاثیر قرار می­دهد بلکه تغییر در محتویات پروتئینی این مایع نیز در پیش‏برد این بیماری موثر است.

 

تشکر و قدردانی

این کار در قالب طرح مشترک بین نویسندگان مقاله و آقای دکتر احمد جلیل‏میان انجام پذیرفت لذا نویسندگان از دکتر احمد جلیل‏میان به‏دلیل در اختیار گزاردن نمونه‏های هیدروسفال و مایع مغزی نخاعی مورد استفاده در این تحقیق سپاسگزاری نموده و قدردان حمایت‏های ریاست محترم دانشکده علوم زیستی جهت تامین بودجه از محل کمیته بیوتکنولوژی دانشکده علوم زیستی دانشگاه خوارزمی می‏باشند.

 

1. Berger-Sweeney J, Hohmann CP. Behaviorial consequences of abnormal cortical development : insights into developmental disabilities. Behavioural brain research 1997; 86: 121-142.

 

2. Miyan JA, Nabiyouni M, Zendah M. Development of the brain: a vital rolefor cerebrospinal fluid. Can. J. Physiol. Pharmacol. 2003; 81: 317–328.

3. Lowery LA, Sive H. Initial formation of zebrafish brain ventricles occursindependently of circulation and requires the nagieokoand snakehead/atp1a1a.1 gene products. Development 2005; 132(9): 2057–2067.

4. Zheng W, Chodobski A. The Blood-Cerebrospinal Fluid Barrier, Taylor and Francis group. 2006; 3(12):1-2.

5. Miyan JA, Nabiyouni M, Zendah M. Development of the brain: a vital role for cerebrospinal fluid. Can J PhysiolPharmacol. 2003; 81:317-328.

6. Philippon J. ["Normal pressure" hydrocephalus]. Psychol Neuropsychiatr Vieil. 2005; 3(1): 53-61. (Full text in French)

7. Crews L, Wyss-Coray T, Masliah E. Insights into the pathogenesis of hydrocephalus from transgenic and experimental animal models. Brain Pathol. 2004; 14(3): 312-316.

8. Ding Y, McAllister JP, Yao B, Yan N, et al. Neuron tolerance during hydrocephalus. Neuroscience. 2001; 106: 659-667.

9. Kondziella D, Lu-demann W, Brinker T, Sletvold O, et al. Alterations in brain metabolism, CNS morphology and CSF dynamics in adult rats with kaolin-induced hydrocephalus. Brain Res. 2002; 927(1): 35-41.

10. Vachha B, AdamsR. Memory and selective learning in children with spina bifida-myelomeningocele and shunted hydrocephalus: A preliminary study. Cerebrospinal Fluid Research. 2005; 17: 2: 10.

11. Pattisapu JV. Etiology and clinical course of hydrocephalus.NeurosurgClin N Am. 2001; 12(4): 651-659, vii.

12. Kohn DF, Chinookoswong N, Chou SM. A new model of congenital hydrocephalus in the rat.ActaNeuropathol. 1981; 54(3): 211-8.

13.Cai X, McGraw G, Pattisapu JV, Von Kalm L, et al. Hydrocephalus in the H-Tx rat: a monogenic disease. Exp Neurol. 2000; 163(1): 131-5.

14. Mashayekhi F, Draper CE, Pourghasem M, Bannister CM, et al. Deficient cortical development in the hydrocephalic Texas (H-Tx) rat: a role for cerebrospinal fluid. BRAIN 2002; 125: 1859-1874.

15. Nabiuni M, Rasouli J, Parivar K, Kochesfehani HM, et al. In vitro effects of fetal rat cerebrospinal fluid on viability and neuronal differentiation of PC12 cells. Fluids and Barriers of the CNS. 2012; 9:8.

16. Patwardhan RV, Nanda A. Implanted ventricular shunts in the United States: the billion-dollar-a-year cost of hydrocephalus treatment Neurosurgery. 2005; 56(1): 139-44.

17. Pourghasem M, Mashayekhi F, Bannister CM, Miyan JA. Changes in the CSF Fluid Pathways in the Developing Rat Fetus with Early Onset Hydrocephalus. Eur J PediatrSurg. 2001; 11(Suppl 1): S10-13.

18. Mashayekhi F, Bannister CM, Miyan JA. Failure of cell proliferation in the germinal epithelium of the HTx rat.Eur J PediatrSurg. 2001; 11(1): S57-S59.

19. Gato A, Moro JA, Alonso MI, Bueno D, et al. Embryonic cerebrospinal fluid regulates neuroepithelial survival, proliferation, and neurogenesis in chick embryos. Anatomical Record Part A-Discoveries in Molecular Cellular and Evolutionary Biology 2005; 284(10): 475-484.

20. Martin C, Alonso MI, Santiago C, Moro JA, et al. Early embryonic brain development in rats requires the trophic influence ofcerebrospinal fluid. Int. J. Devl Neuroscience 2009; 27(7): 733–740.

21. Lehtinen MK, Zappaterra MW, Chen X, Yang YJ, et al. The Cerebrospinal fluid provides a proliferative niche for neural progenitor cells. Neuron. 2011; 69: 893–905.

22. Yari S, Parivar K, Nabiuni M, Keramatipour M. Effect of  embryonic cerebrospinal fluid on proliferation and differentiation of neuroprogenitor cells. Cell J 2013; 15(1): 29-36.

23. Zappaterra MW, Lehtinen MK. The cerebrospinal fluid: regulator of neurogenesis, behavior and beyond. Cell. Mol. Life Sci. 2012; 69(17): 2863-2878.