اثرات تلقیح دو سویه ریزوبیوم بر شاخص‌های آناتومیکی شبدر ایرانی (Trifolium resupinatum) تحت آلودگی دی‌اکسیدگوگرد

نوع مقاله: علمی - پژوهشی

-

چکیده

هدف: هدف از این مطالعه ارزیابی اثرات تلقیح ریزوبیومی بر شاخص‌های آناتومیکی شبدر ایرانی تحت شرایط آلودگی SO2 هوا می‌باشد.
مواد و روش‌ها: گیاهان 31 روزه (تلقیح‌نشده، تلقیح‌شده با دو سویه ریزوبیوم) به‏مدت 5 روز متوالی، هر روز 2 ساعت تحت غلظت‌های مختلف گاز SO2 (صفر به‏عنوان شاهد، 5/0، 1، 5/1 و ppm2) قرار گرفتند. سپس شاخص‌های آناتومیکی برگ گیاهان 40 روزه بررسی شد.
نتایج: تحت غلظت‌های بالای SO2 (1، 5/1و ppm2) طول سلول‌های نردبانی و قطر سلول‏های اسفنجی در هر دو سطح برگ کاهش، تراکم روزنه در اپی‏درم فوقانی کاهش و در اپی‏درم تحتانی افزایش یافتند. همچنین گشودگی دهانه روزنه در اپی‏درم فوقانی افزایش و در اپی‏درم تحتانی کاهش یافت. تراکم کرک در هر دو سطح برگ در غلظت‌های 5/1و ppm2، افزایش معنی‌داری را نسبت به گیاهان شاهد نشان داد. طول کرک در غلظت ppm2 افزایش معنی‌داری را در هر دو سطح برگ نشان داد. تلقیح شبدر با دو سویه ریزوبیوم اثرات منفی غلظت‌های بالای SO2 را به‌طور معنی‌داری کاهش داد.
نتیجه‌گیری: نتایج بیانگر اثرات منفی غلظت‌های بالای آلودگی SO2 هوا بر برخی شاخص‌های آناتومیکی گیاهان و اثرات مثبت تلقیح باکتریایی در مقاومت نسبت به تنش آلودگی SO2 هوا می‌باشد.

کلیدواژه‌ها


مقدمه

آلودگی محیط توسط ترکیبات گوگرددار مثل دی‌اکسیدگوگرد (SO2)، هیدروژن‌سولفید، سولفیت (SO32-) و یون‌های سولفات (SO42-) یک مشکل جدی جهان است (1). دی‌اکسیدگوگرد، یک گاز بی‌رنگ، خورنده، غیرقابل اشتعال و با بوی تند است (2) که از سوختن سوخت‌های فسیلی غنی از گوگرد مثل زغال‌سنگ و نفت، آتش‌سوزی جنگل، فوران‌های آتشفشانی، ذوب سنگ معدن و تولید آهن، فولاد، آلومینیم، مس، سرب، روی و طلا ایجاد می‌شود و سلامت انسان، حیوانات و گیاهان را تحت تاثیر قرار می‌دهد (1). رخداد جنگ جهانی دوم و به‏دنبال آن گسترش اقتصاد پس از جنگ، منجر به افزایش بی‌سابقه انتشار گاز SO2 به محیط شد. در بین سال‌های 2002 تا 2005 نشر SO2 به هوای محیط افزایش ناگهانی یافت. در حال‌حاضر 40 درصد انتشار جهانی این گاز از منطقه آسیا، به‏خصوص چین نشات می‌گیرد و انتشار جهانی آن به محیط همچنان رو‌ به افزایش است (3). غلظت‌های پایین این گاز می‌تواند اثرات مثبت بر گیاهان داشته باشد ولی غلظت‌های بالای آن اثرات منفی را ایجاد می‌کند. اولین بار Hill و Thomas (4) کاهش محصول یونجه را در حضور SO2 هوا گزارش نمودند. صدمات ناشی از SO2بر سلول‌های مزوفیل و اپی‏درم برگ توسط Solberg  و Adams (5)گزارش شد. در سال 1970 گلسنگ‌ها به‏عنوان شاخص‌های بیولوژیک آلودگی هوای شهرهای تولیدکننده فولاد معرفی شدند (6) تا اینکه Sharma (7) تغییر برخی ویژگی‌های آناتومیکی برگ مثل تراکم و اندازه برگ، طول کرک را به‏عنوان شاخص و مقیاس آلودگی هوا مطرح نمود. گاز SO2 پس از جذب توسط کوتیکول یا منافذ روزنه، در دیواره سلول‌های برگی با آب ترکیب و به سولفیت SO32- سمی، یک عامل هسته‌‌دوست قوی، تبدیل می‌گردد. گیاهان می‌توانند با افزایش نرخ تبدیل سولفیت توسط جریان تثبیتی سولفور و تولید سیستئین و یا اکسایش مجدد سولفیت به سولفات توسط سولفیت‌اکسیداز، مقدار سولفیت درون سلول را کنترل ‌کنند (8).

ریزوبیوم مشهورترین باکتری محرک رشد گیاه و آندوفیت طبیعی گیاهان خانواده بقولات است (9). ریزوبیوم می‌تواند با مکانیسم‌های مختلف مثل تثبیت ‌‌نیتروژن ملکولی N2، محلول‌سازی فسفر، افزایش آهن در دسترس، تولید هورمون‌های گیاهی، افزایش حجم و سطح ریشه و در نتیجه افزایش جذب عناصری مثل نیتروژن، فسفر، پتاسیم، منیزیم، تولید ویتامین‌های گروه B و القای مقاومت به تنش‌ها سبب افزایش رشد گیاهان شود (10). باکتری‌های محرک رشد علاوه بر افزایش رشد گیاه، به‏کمک یک‏سری مکانیسم‌ها سبب مقاومت به تنش‌های غیرزیستی می‌شوند. از جمله این مکانیسم‌ها می‌توان به تولید آنزیم ACC-دآمیناز اشاره کرد. این آنزیم با تجزیه ACC از تولید هورمون اتیلن جلوگیری می‌کند و در نتیجه اثرات اتیلن که موجب کاهش رشد ریشه و کاهش توانایی ریشه در اکتساب آب و موادغذایی می‌شود را کاهش می‌دهد. تولید هورمون‌هایی مثل ‌اسیدآبسیزیک که موجب بسته‌شدن روزنه‌ها می‌شود و آنتی‌اکسیدان‌هایی مثل سوپراکسیددیسموتاز که باعث مهار رادیکال‌های آزاد می‌شوند از جمله سازوکار‌های دیگر به‌کار رفته توسط این باکتری‌ها است. تولید ترکیبات اسمولیت که در هنگام تنش‌ منجر به ایجاد تعادل اسمزی در گیاه می‌شوند نیز از دیگر سازوکارها می‌باشد (11). به‏طور مثال افزایش تحمل آرابیدوپسیس، فلفل و گوجه نسبت به تنش خشکی که به‏دنبال تلقیح با باکتری‌های محرک رشد مشاهده شده است (11). بنابراین همزیستی لگوم-ریزوبیوم به‏عنوان کاندیدای خوب در زیست‌پالایی آلاینده‌ها پیشنهاد شده است.

شبدر ایرانی (Trifolium resupinatum L.) گیاهی از خانواده بقولات و یکساله است (12) که بیشترین رویش را در آب ‌و هوای نیمه گرمسیری دارد (13). این گیاه می‌تواند با باکتری ریزوبیوم ارتباط همزیستی برقرار کند (14). گیاهان علوفه‌ای در حاصلخیزی خاک نقش مهمی ایفا می‌کنند. شبدر ایرانی از مهم‌‌ترین گیاهان علوفه‌ای است که از ارزش غذایی بالایی برخوردار است و در کشور می‌تواند در تولید و جبران کمبود علوفه نقش مهمی داشته باشد (15). مطالعه حاضر به‏منظور ارزیابی اثرات گاز SO2 هوا بر پارامترهای آناتومیکی گیاه شبدر ایرانی و ارزیابی اثرات دو سویه باکتری ریزوبیوم (استاندارد و بومی) بر کاهش اثرات منفی آلودگی گاز SO2 هوا صورت گرفت، تا در صورت موفقیت، کشت شبدر-ریزوبیوم در محیط‌های آلوده و نزدیک صنایع آلوده‌کننده هوا، به‏منظور پالایش آلودگی هوا پیشنهاد گردد.

 

مواد و روشها

تهیه باکتری و آماده‌سازی مایه‌تلقیح: ریزوبیوم بومی از ریشه گیاه شبدر جمع‌آوری شده از زمین‌های مزروعی اطراف اراک استخراج شد. بدین منظور پس از سترون‌سازی ریشه شبدر توسط اتانول و شستشو بعدی توسط آب مقطر استریل (16) گرهک‌های صورتی رنگ حاوی باکتری فعال از ریشه‌ها جدا و در آب مقطر له شده و در محیط جامد (17) YMA کشت داده شدند و سپس به انکوباتور 25 درجه سانتی‌گراد منتقل گردید. پس از انکوباسیون نوع واکنش گرم و مورفولوژی باکتری در زیر میکروسکوپ بررسی شد. تشکیل کلنی‌های محدب و برجسته، نیمه شفاف، لزج و موسیلاژی و واکنش گرم منفی نشانه موفقیت‌آمیز بودن جداسازی ریزوبیوم در نظر گرفته شد (16).

ریزوبیوم استانداردRhizobium meliloti PTCC 1684  به‏صورت لیوفیلیزه از سازمان پ‍ژوهش‌های علمی و صنعتی ایران تهیه شد. برای فعال‌سازی این باکتری آمپول حاوی باکتری در شرایط استریل شکسته و 1 میلی‌لیتر محیط کشت مایع YMA روی پودر باکتری ریخته شد. یک لوپ میکروبیولوژی از باکتری فوق در 100 میلی‌لیتر محیط مایع YMA حل و مدت 24 ساعت روی شیکر با دور rpm200 گذاشته شد تا باکتری تکثیر پیدا کند. از آنجا که غلظت بهینه ریزوبیوم جهت تحریک رشد شبدر 105 گزارش شده است (18)، دو سویه ریزوبیوم بومی و ریزوبیوم ملیلوتی استاندارد در محیط YMA مایع (17) در 25 درجه سانتی‏گراد به مدت 24 ساعت در روتاری شیکر (با دور rpm 200) کشت داده شدند (19). سپس کشت‌ها سانتریفوژ (دور g1000 به مدت 10 دقیقه) و در بافر فسفات تا رسیدن به غلظت cfu mL-1 108 دوباره محلول شدند. جهت تهیه غلظت‌ فوق از معیار جذب نوری استفاده گردید. در صورتی‌که جذب نوری در محلول YMA مایع در طول موج 620 نانومتر معادل 1/0 باشد غلظت ریزوبیوم Cells ml-1 108 در نظر گرفته شد (20). سپس غلظت‌ 105 از هر دو باکتری با رقیق نمودن محلول‌های مادر فوق توسط بافر فسفات تهیه شد.

تهیه و تلقیح بذر: بذرهای شبدر ایرانی (Trifolium resupinatum L. cv. Alashtar Lorestan) از مرکز تحقیقات جهاد کشاورزی اراک تهیه شد. بذرها توسط اتانول 70 درصد به مدت 2 دقیقه و هیپوکلریت‌سدیم 1 درصد به مدت 5 دقیقه ضدعفونی سطحی و سپس 5 بار با آب مقطر شستشو داده شدند (21). بذرهای شبدر سترون‌شده ابتدا به مدت چند ساعت در محیط غذایی قرار گرفته و سپس بذرها به سه گروه تقسیم شدند: گروه اول از بذرها در مایه تلقیح باکتری بومی با غلظت cfu mL-1105تحت خلا و در درجه‌حرارت محیط به مدت 2 ساعت قرار داده شد. گروه دوم مایه تلقیح باکتری استاندارد R. meliloti با غلظت cfu mL-1105 را با همان شرایط بالا دریافت کردند و گروه سوم شاهد در همان شرایط و در بافرفسفات استریل (بدون باکتری) قرار گرفتند (22).

کشت هیدروپونیک بذرهای شبدر تلقیح شده: بذرهای شبدر شاهد و تلقیح‌شده به پتری‌دیش‌ منتقل و 24 ساعت در تاریکی جهت جوانه‌زنی قرار گرفتند. بعد از جوانه‌زنی، بذرها به میکروتیوب‌های استریل درون ظروف کشت هیدروپونیک‌ و حاوی دو لیتر محیط غذایی (هوگلند فاقد نیتروژن) منتقل شدند. اکسی‍ژن‌دهی به‏وسیله پمپ هوا انجام ‌شد. هر ظروف کشت هیدروپونیک‌ محتوی بذرهای شبدر شاهد یا تلقیح شده، یک تکرار از هر تیمار در نظر گرفته شد. این ظروف در شرایط محیط در درجه حرارت 20 درجه سانتی‏گراد در شب و 25 درجه سانتی‏گراد در روز و فتوپریود 12 ساعت روشنایی و 12 ساعت تاریکی نگهداری شدند. هر 5 روز یکبار محیط غذایی تعویض شد (22).

تزریق گاز SO2: گاز دی‌اکسید‌گوگرد 1/0درصد از پتروشیمی شازند اراک تهیه شد. 31 روز پس از رشد گیاهان، در مرحله 7 الی 8 برگی گیاهان شاهد، تزریق گاز SO2 در غلظت‌های مختلف 0 (شاهد)، 5/0، 1، 5/1 و  ppm2 به ظروف محتوی گیاهان تلقیح‌نشده، گیاهان تلقیح‌شده با ریزوبیوم بومی و استاندارد انجام شد. تزریق گاز به وسیله سرنگ به مدت 5 روز و هر روز 2 ساعت با بستن کامل درب ظروف پلاستیکی محتوی گیاهان، به فضای درونی گلدان‌ها انجام شد (23). پس از دو ساعت انکوباسیون با باز کردن درب ظروف، گیاهان به هوای معمولی انتقال یافتند. در طی این مدت درب ظروف شاهد (ppm0) هم بسته بودند و جریان هوای معمولی را نداشتند. آزمایش به صورت کشت هیدروپونیک با طرح کاملا تصادفی در قالب آزمایشات فاکتوریل در سه تکرار برای هر تیمار انجام شد.

رنگ‌آمیزی با نمک‌های تترازولیوم: به منظور اثبات تشکیل گرهک‌های فعال (از نظر آنزیم نیتروژناز) در ریشه گیاهان تلقیح‌شده با ریزوبیوم بومی و استاندارد، از هر تیمار سه گیاه به‌طور تصادفی انتخاب و درون ظروف حاوی محلول 5،3،2-تری‌فنیل‌تترازولیوم‌کلراید در غلظت g L-1 1 اضافه شد. بعد از 2 ساعت انکوباسیون در درجه‌حرارت محیط، ریشه‌ها در آب سترون شسته شدند. سپس مقاطع طولی و عرضی از ریشه تهیه شد و حضور گرهک‌های قرمز رنگ در ریشه بررسی گردید (24).

بررسی اپی‌درم: اپی‌درم سطح فوقانی (adaxial) و تحتانی (abaxial) برگ تعدادی از گیاهان شبدر 40 روزه تلقیح‌نشده و تلقیح‌شده با ریزوبیوم بومی و استاندارد تحت تاثیر غلظت‌های مختلف گاز دی‌اکسیدگوگرد، تهیه و با سافرانین 10 درصد رنگ‌آمیزی شدند. سپس تراکم کرک(Trichome density)  و روزنه‌  (Stomatal density)در دو سطح فوقانی و تحتانی اپی‏درم برگ تمامی تیمارها و شاهد در مساحت13/0 میلی‏متر مربع شمارش گردید. همچنین اندازه کرک (Trichome length)  و دهانه روزنه (Stomatal opening) (برحسب میکرومتر) به وسیله گراتی‌کیول اندازه‌گیری شد (25).

اندازه‌گیری ابعاد سلول‌های مزوفیل برگ: نمونه‌های تثبیت‌شده برگ (26)، پس از  فرآیند پاساژ بافتی (27) (دستگاه پاساژ بافتی Leica، آلمان)، در پارافین بلو‌ک‌گیری شدند. سپس با میکروتوم (مدل Leitz 1512 ساخت آلمان) برش‌های 20 میکرونی از بافت برگ تهیه و رنگ‌آمیزی به روش هماتوکسیلین و ائوزین (H&E) (28) انجام شد. پس از عکسبرداری از نمونه‌های رنگ‌آمیزی شده طول سلول‌های نردبانی  (Height of the palisade cells) و قطر سلول‌های اسفنجی (Diameter of  the spongy cells) ناحیه مزوفیل برگ توسط نرم‌افزار موتیک (MOTIC IMAGES ADVANCED 3.2 SOFTWARE) اندازه‌گیری شد.

تجزیه و تحلیل داده‌ها با نرم‌افزار SPSS16، مقایسه میانگین‌ها براساس آزمون دانکن و رسم نمودارها با کمک نرم‌افزار Excel انجام شد.

 

نتایج

بررسی مورفولوژی ریشه گیاهان شبدر تلقیح‌شده با ریزوبیوم بومی و استاندارد، وجود گرهک‌های صورتی رنگ و فعال را در ریشه این گیاهان نشان داد. این گرهک‌ها در ریشه گیاهان تلقیح‌نشده مشاهده نشدند. نتایج آزمایش تترازولیوم، قرمز شدن ریشه گیاهان شبدر تلقیح‌شده با ریزوبیوم بومی و استاندارد را نشان داد و بررسی برش عرضی ریشه این گیاهان وجود نقاط قرمز رنگ در سلول‌های ریشه را تایید کرد. در این رابطه از خاصیت احیا شوندگی تترازولیوم در حضور آنزیم نیتروژناز فعال باکتری و تشکیل رنگ قرمز استفاده شد (شکل 1). نتایج بررسی آناتومی برگ شامل تراکم روزنه و کرک، گشودگی دهانه روزنه و اندازه کرک در اپی‏درم فوقانی و تحتانی برگ و طول سلول‌های نردبانی و قطر سلول‌های اسفنجی در شبدر ایرانی 40 روزه تلقیح شده با ریزوبیوم بومی و استاندارد و در معرض غلظت‌های مختلف SO2 نشان داد که تلقیح باکتریایی بر هیچ ‌یک از فاکتورهای ذکر شده اثر معنی‌داری ندارد ولی غلظت‌های مختلف SO2 و اثر متقابل گاز و تلقیح روی این پارامترها در سطح 01/0 معنی‌دار است (جدول 1).

اثر تلقیح باکتریایی و گاز SO2 بر تراکم روزنه و کرک برگ شبدر ایرانی

 الف- اثر گاز SO2 به تنهایی: در غلظت ppm 5/0 SO2نسبت به گیاهان شاهد ( ppm0)، تراکم روزنه در هر دو سطح فوقانی و تحتانی برگ تغییر معنی‌داری مشاهده نشد ولی تحت غلظت‌های بالاتر SO2 (1، 5/1 و ppm 2) تراکم روزنه در اپی‏درم تحتانی با افزایش شدت تنش افزایش یافت. این افزایش نسبت به شاهد برای غلظت‌های 1، 5/1 و ppm 2 SO2 به‏ترتیب 88/12، 47/21 و 57/35 محاسبه شد. درحالی‌که در اپی‏درم فوقانی تراکم روزنه با افزایش شدت تنش کاهش معنی‌داری را نسبت به شاهد نشان داد (شکل 2). این کاهش برای غلظت‌های 1، 5/1 و ppm 2 SO2 به‏ترتیب 48/20درصد، 08/36 و 68/51 درصد محاسبه شد. تراکم کرک در غلظت‌های 5/0 و ppm 1 گاز SO2 نسبت به گیاهان شاهد اختلاف معنی‌داری را در هر دو سطح برگ نشان نداد ولی تحت غلظت‌های 5/1 و ppm 2 این گاز تراکم کرک هم در اپی‏درم فوقانی و هم تحتانی افزایش معنی‌داری را نسبت به شاهد نشان داد (شکل 2). افزایش تراکم کرک در اپی‏درم فوقانی در غلظت‌های 5/1 و ppm 2 نسبت به شاهد به‏ترتیب 50 و 57 درصد و برای سطح تحتانی به‏ترتیب 5/37درصد و 25/40 درصد محاسبه گردید (جدول 2).

ب- اثر متقابل گاز SO2 و تلقیح ریزوبیومی: بیشترین تراکم روزنه در اپی‏درم فوقانی در گیاهان بدون‏تلقیح و ppm0 گاز (شاهد) مشاهده شد. اختلاف معنی‌داری بین تراکم روزنه در گیاهان شاهد و تلقیح‌شده با باکتری بومی و استاندارد در غلظت‌های 0 و  ppm5/0 گاز مشاهده نشد. کمترین تراکم روزنه در گیاهان بدون تلقیح و غلظت ppm 2 گاز با 45/57 درصد کاهش نسبت به گیاهان شاهد مشاهده شد. در اپی‏درم تحتانی بیشترین تراکم روزنه در گیاهان تلقیح‌نشده و تحت غلظت ppm 2 SO2 با 26/3 درصد افزایش نسبت به گیاهان شاهد مشاهده شد و کمترین تراکم آن در گیاهان تحت غلظت‌های 0 و  ppm5/0 گاز بود که در این رابطه بین گیاهان تلقیح‌نشده و گیاهان تلقیح‌شده با هر دو ریزوبیوم اختلاف معنی‌داری مشاهده نشد. بیشترین میزان تراکم کرک در هر دو سطح برگ در گیاهان تلقیح‌نیافته و غلظت ppm 2 SO2 با 83/77درصد افزایش در اپی‏درم فوقانی و 5/32 درصد افزایش در اپی‏درم تحتانی نسبت به گیاهان شاهد مشاهده شد. کمترین میزان تراکم کرک در هر دو سطح برگ در گیاهان تلقیح‌شده و تلقیح‌نشده و تحت غلظت‌های 0 و ppm5/0 SO2 شمارش گردید (جدول 3).

 

 

   

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

شکل 1: قرمز شدن ریشه پس از قرارگیری در تترازولیوم در گیاهان تلقیح‌شده با باکتری استاندارد (a)، باکتری بومی (b ) و تغییر رنگ ندادن ریشه در گیاهان تلقیح‌نشده (c). برش عرضی از یک گرهگ گیاه تلقیحی با ریزوبیوم بومی(d)، برش عرضی ریشه گیاهان تلقیح‌شده با ریزوبیوم استاندارد (e) و برش ریشه گیاهان تلقیح‌نشده (f).

 

جدول1: آنالیز واریانس اثر متقابل گاز SO2 (0، 5/0، 1، 5/1 و ppm 2) و تلقیح باکتریایی (بدون تلقیح، تلقیح با ریزوبیوم بومی و استاندارد بر تراکم روزنه (SD)، تراکم کرک (TD)، دهانه روزنه (SO)، طول کرک (TL)، طول سلول‌ نردبانی (HPC) و قطر سلول‌ اسفنجی (DSC) در اپی‏درم فوقانی(ad) و تحتانی(ab) برگ گیاهان 40 روزه. مقایسه هر ستون جداگانه انجام شده است.

منابع تغییر

SD

TD

SO

TL

HPC

 (ad)

DSC

 (ab)

(ad)

(ab)

(ad)

(ab)

(ad)

(ab)

(ad)

(ab)

تیمارتلقیح باکتریایی

56/0ns

13/1ns

61/1ns

14/1ns

45/0ns

23/0ns

43/0ns

39/0ns

424/0ns

299/0ns

تیمار گاز  SO2

62/168**

6/211**

87/45**

82/56**

3/292**

4/287**

91/81**

75/81**

6/292**

5/429**

اثرمتقابل تلقیح و  SO2

61/49**

81/63**

38/15**

24/23**

48/19**

80/9**

99/4**

84/6**

28/3**

7/30**

ns: معنی‌دار نیست                                      *: معنی‌دار در سطح 5٪                                    **: معنی‌دار در سطح 1٪

 

 

 

 

 

 

 

 

شکل 2: تغییرات تراکم روزنه و کرک اپی‏درم فوقانی در شبدر ایرانی تحت غلظت  ppm2 گاز SO2 نسبت به شاهد. تراکم روزنه  (ob=10)در گیاه شاهد (a) و گیاه تحت غلظت  ppm2 (b)، تراکم کرک (بزرگنمایی×400) در گیاه شاهد (c) و در گیاه تحت غلظت  ppm2 SO2 (d).

 

 

 

جدول 2: مقایسه میانگین‌های اثر گاز  SO2(0، 5/0، 1، 5/1 و ppm 2) بر تراکم روزنه، گشودگی روزنه و اندازه کرک (mμ) و تراکم کرک در اپی‏درم تحتانی (ab) و فوقانی (ad) برگ گیاهان 40 روزه شبدر ایرانی. حروف مشابه نشان‌ دهنده عدم اختلاف معنی‌دار بین میانگین‌ها مطابق آزمون دانکن است. دادهها میانگین 3 تکرار ±SE است. مقایسه برای هر ردیف جداگانه انجام شده است.

شاخص

غلظت‌های مختلف گاز (ppm) SO2

0

5/0

1

5/1

2

تراکم روزنه ad (mm2)

33/13a ± 1/0

78/12a ± 3/0

6/10b ± 2/0

52/8c ± 2/0

44/6d ± 3/0

تراکم روزنه  (mm2) ab

3/16d ± 2/0

4/16d ± 1/0

4/18c ± 1/0

8/19b ± 2/0

61/21a ± 1/0

تراکم کرک ad (mm2)

6b ± 2/0

78/5b ± 1/0

12/6b ± 2/0

9a ± 2/0

42/9a ± 3/0

تراکم کرک ab (mm2)

8b ± 2/0

87/7b ± 1/0

8b ± 1/0

11a ± 3/0

22/11a ± 4/0

دهانه روزنه (ad) (mμ)

53/8d ± 04/0

50/8d ± 04/0

67/9c ± 08/0

8/11b ± 07/0

4/13a ± 09/0

دهانه روزنه (ab) (mμ)

25/12a ± 04/0

20/12a ± 03/0

1/11b ± 05/0

02/9c ± 04/0

06/7d ± 05/0

اندازه کرک (ad) (mμ)

6/147b ± 4/5

1/152b ± 4/6

5/155b ± 3/3

1/157b ± 5/6

8/277a ± 3/6

اندازه کرک (ab) (mμ)

6/337b ± 3/4

1/342b ± 2/5

5/345b ± 5/4

3/347b ± 4/5

6/467a ± 1/6

 

 

 

 

 

 

 

جدول 3: مقایسه میانگین‌های اثر متقابل گاز  SO2(0، 5/0،1، 5/1 و ppm2) و تلقیح باکتریایی (بدون تلقیح، تلقیح با ریزوبیوم بومی و استاندارد بر تراکم روزنه و کرک در اپی‏درم تحتانی(ab) و فوقانی(ad) برگ گیاهان 40 روزه شبدر ایرانی. حروف مشابه نشان ‌دهنده عدم اختلاف معنی‌دار بین میانگین‌ها مطابق آزمون دانکن است. دادهها میانگین 3 تکرار±SE است. مقایسه برای هر ستون جداگانه انجام شده است.

تلقیح

گاز SO2(ppm)

تراکم در mm2

روزنه ad

روزنه ab

کرک ad

کرک ab

 

بدون تلقیح

-R

0

35/13a± 3/0

3/16e±3/0

6c±5/0

8c±4/0

5/0

67/12a± 6/0

67/16e±3/0

6c±4/0

8 c±5/0

1

10bc±0

19c±0

33/6c±3/0

3/8c ±3/0

5/1

67/7d±3/0

67/20b±4/0

3/10a±3/0

6/10a ±3/0

2

68/5e± 2/0

7/22a±2/0

67/10a±4/0

33/12a ±3/0

 

تلقیح با ریزوبیوم بومی

0

13a±4/0

27/16e±3/0

3/6c ±1/0

33/8c ± 2/0

5/0

59/12a ±3/0

3/16e ± 3/0

67/5c ±5/0

7/7c ±6/0

1

11b±0

33/18d ± 0

6c ±0

8c ±0

5/1

9c±0

7/19c ±2/0

33/8b ±3/0

3/10b ±3/0

2

67/6de±3/0

33/21b ±2/0

7/8b ±2/0

7/10b ±3/0

 

تلقیح با

ریزوبیوم استاندارد

0

6/13a ±2/0

16e ±0

7/5c ±5/0

67/7c ±6/0

5/0

13a ±5/0

43/16e ± 3/0

67/5c ±3/0

7/7c ±3/0

1

67/10b ±2/0

18d ±0

3/6c ±2/0

6/7c ±2/0

5/1

9c ±0

6/19c ±2/0

4/8b±3/0

3/10b ±3/0

2

7d ±5/0

21b ±0

8/8b ±4/0

33/10b ±3/0

             

 

 

اثر تلقیح باکتریایی و گاز SO2 بر گشودگی روزنه و اندازه کرک

 الف- اثر گاز SO2 به تنهایی: گشودگی روزنه تحت غلظت ppm SO25/0 در هر دو سطح فوقانی و تحتانی برگ نسبت به گیاهان شاهد (ppm0) تغییرات معنی‌داری را نشان نداد ولی در غلظت‌های بالاتر  SO2(1، 5/1 و ppm2) گشودگی روزنه در اپی‏درم فوقانی و تحتانی متناسب با افزایش شدت تنش به‏ترتیب افزایش و کاهش یافت (شکل 3). افزایش گشودگی روزنه اپی‏درم فوقانی در غلظت‌های 1، 5/1 و ppm2 به‏ترتیب 36/13، 33/38 و 09/57 درصد و کاهش گشودگی روزنه در اپیدرم تحتانی به ترتیب 38/9 ، 36/26 و 36/42 محاسبه گردید. اندازه کرک تا غلظت  ppm5/1 نسبت به گیاهان شاهد اختلاف معنی‌داری را در هر دو سطح برگ نشان نداد ولی تحت غلظت‌  ppm2 در هر دو سطح برگ افزایش معنی‌داری را نسبت به شاهد داشت (شکل 3). افزایش اندازه کرک در اپی‏درم فوقانی و تحتانی در غلظت‌  ppm2 نسبت به شاهد به ترتیب 21/88 و 50/38 درصد محاسبه گردید (جدول4).

ب- اثر متقابل گاز SO2 و تلقیح ریزوبیومی: در اپی‏درم فوقانی بیشترین میزان گشودگی روزنه در گیاهان بدون‏تلقیح و غلظت  ppm SO22 با 31/66 درصد افزایش نسبت به گیاهان شاهد مشاهده شد. این افزایش در همان تیمار گازی در شبدر تلقیح ریزوبیومی سویه بومی و استاندارد به‏ترتیب 33/53 و 54 درصد اندازه‌گیری گردید. در اپی‏درم تحتانی کمترین میزان گشودگی روزنه در گیاهان بدون‏تلقیح و غلظت ppm 2 گاز SO2 با 62/45 درصد کاهش نسبت به گیاهان شاهد اندازه‌گیری شد که میزان کاهش در همین غلظت گاز در گیاهان تلقیحی با سویه بومی و استاندارد به‏ترتیب 40 و 41 درصد بود. بلندترین کرک در هر دو سطح برگ در گیاهان بدون‏تلقیح و غلظت  ppm2 مشاهده شد که در اپی‏درم فوقانی و تحتانی به‏ترتیب 129 و 46/56 درصد افزایش نسبت به گیاهان شاهد نشان داد. این افزایش در همان تیمار گازی برای گیاهات تلقیح‌شده با سویه بومی به ترتیب 68 و 30 درصد و برای گیاهان تلقیح‌شده با سویه استاندارد 66 و 30 درصد محاسبه شد (جدول 4).

 

 

 

 

 

 

   

   

 

 

شکل 3: تغییرات گشودگی روزنه و طول کرک در اپی‏درم فوقانی گیاه شبدر ایرانی تحت غلظت  ppm2 گاز SO2 نسبت به گیاه شاهد. گشودگی روزنه (بزرگنمایی×1000) در گیاه شاهد (a) و گشودگی روزنه (بزرگنمایی×1000) درگیاه تحت غلظت ppm2(b)، طول کرک (بزرگنمایی×400) گیاه شاهد (c) و طول کرک (ob=40) گیاه تحت غلظت ppm2 گاز SO2 (d).

 

جدول 4: مقایسه میانگین‌های اثر متقابل گاز  SO2(0، 5/0،1، 5/1 و ppm2) و تلقیح (بدون تلقیح، تلقیح با ریزوبیوم بومی و استاندارد بر دهانه روزنه (mμ) و اندازه کرک (mμ) اپی‏درم تحتانی (ab) و فوقانی (ad) گیاهان 40 روزه شبدر ایرانی. حروف مشابه نشان‌ دهنده عدم اختلاف معنی‌دار بین میانگین‌ها مطابق آزمون دانکن است. دادهها میانگین 3 تکرار ±SE است. مقایسه برای هر ستون جداگانه انجام شده است.

تلقیح

SO2

 ppm

دهانه روزنه

اندازه کرک

 (ad)

 (ab)

 (ad)

 (ab)

 

بدون تلقیح

-R

0

55/8g± 08/0

23/12a±06/0

4/147c±6/4

4/337c±5/6

5/0

54/8g± 07/0

21/12a±07/0

3/151c±3/9

2/341 c±3/7

1

29/10e±03/0

46/10c±04/0

8/151c±6/7

7/341c ±1/5

5/1

44/12c±03/0

59/8e±06/0

6/157c±1/8

6/347c ±2/9

2

22/14a± 09/0

65/6g±05/0

8/337a±2/6

9/527a ±7/6

 

تلقیح با

ریزوبیوم بومی

0

51/8g±09/0

27/12a±09/0

8/146c ±8/7

4/336c ± 3/9

5/0

53/8g ±07/0

23/12a ± 05/0

4/150c ±6/8

4/340c ±6/8

1

39/9f±03/0

37/11b ± 04/0

9/155c ±4/6

9/345c ±2/5

5/1

47/11d±01/0

26/9d ±07/0

1/162c ±5/8

352c ±7/9

2

11/13b±06/0

31/7f ±06/0

9/247b ±9/4

9/437b ±5/6

 

تلقیح با

ریزوبیوم استاندارد

0

53/8g ±06/0

27/12a ±04/0

148c ±5/9

03/339c ±3/8

5/0

50/8g ±09/0

24/12a ± 07/0

7/154c ±4/7

5/344c ±1/8

1

32/9f ±04/0

35/11b ±09/0

8/158c ±4/6

8/348c ±2/5

5/1

46/11d ±03/0

23/9d ±06/0

5/151c±9/7

5/341c ±2/9

2

16/13b ±04/0

22/7f ±01/0

8/244b ±4/7

8/437b ±7/9


اثر تلقیح باکتریایی و گاز SO2 بر طول سلول‌ نردبانی و قطر سلول‌ اسفنجی

 الف- اثر گاز SO2 به تنهایی: گیاهان در معرض غلظت ppm 5/0  SO2نسبت به گیاهان شاهد (ppm0) تغییرات معنی‌داری را در طول سلول‌های نردبانی و قطر سلول‌های اسفنجی برگ نشان ندادند، ولی تحت غلظت‌های بالاتر SO2 (1، 5/1 و ppm 2) طول سلول‌های نردبانی و قطر سلول‌های اسفنجی برگ کاهش معنی‌داری را نسبت به گیاهان شاهد نشان دادند (شکل 4). کمترین میزان طول سلول‌های نردبانی و قطر سلول‌های اسفنجی در گیاهان تحت غلظت ppm 2 به‏ترتیب معادل µm11/23 (20 درصد کاهش نسبت به شاهد) و µm10/11 (32 درصد کاهش نسبت به شاهد) مشاهده شد (جدول 5).

ب-اثر متقابل گاز SO2 و تلقیح ریزوبیومی: کمترین میزان طول سلول‌های نردبانی و قطر سلول‌های اسفنجی برگ، در گیاهان تلقیح‌نیافته و غلظت ppm2 SO2 مشاهده شد که کاهش به ترتیب 02/23 و 69/38 درصد را نسبت به گیاهان شاهد (بدون تلقیح‌ و  ppm0 گاز) نشان دادند. در همین غلظت گازی کاهش طول سلول نردبانی و قطر سلول اسفنجی برای گیاهان تلقیحی با سویه بومی به ترتیب 87/18 و 7/30 درصد و برای گیاهان تلقیحی با سویه استاندارد 8/18 و 1/31 درصد محاسبه گردید. بیشترین میزان طول سلول‌های نردبانی و قطر سلول‌های اسفنجی برگ در گیاهان تلقیح‌یافته و تلقیح‌نیافته و تحت غلظت‌های 0 و  ppm5/0 گاز مشاهده شد (جدول 6).

 

 

   

شکل 4: تغییرات طول سلول‌های نردبانی (بزرگنمایی×400) در برگ گیاه شبدر ایرانی تحت غلظت ppm2 گاز SO2 نسبت به گیاه شاهد. سلول‌های نردبانی در برگ گیاه شاهد (a) و طول سلول‌ها در برگ گیاه تحت غلظت ppm2(b).

 

 

جدول 5: مقایسه میانگین‌های اثر گاز  SO2(0، 5/0، 1، 5/1 و ppm 2) بر طول سلول نردبانی و قطر سلول اسفنجی (mμ) گیاهان 40 روزه شبدر ایرانی. حروف مشابه نشان‌دهنده عدم اختلاف معنی‌دار بین میانگین‌ها مطابق آزمون دانکن است. دادهها میانگین 3 تکرار±SE است. مقایسه برای هر ردیف جداگانه انجام شده است.

شاخص

غلظت‌های مختلف گاز (ppm)SO2

0

5/0

1

5/1

2

طول سلول نردبانی (µm)

میانگین

93/28a ± 2/0

85/28a ± 1/0

16/27b ± 1/0

02/25c ± 3/0

11/23d ± 2/0

*

-

27/0

11/6

51/13

11/20

قطر سلول اسفنجی (µm)

میانگین

63/16a ± 04/0

6/16a ± 03/0

95/14b ± 09/0

1/13c ± 08/0

1/11d ± 09/0

*

-

18/0

14/28

22/21

25/32

*= درصد تغییر نسبت به شاهد

 

 

جدول 6: مقایسه میانگین‌های اثر متقابل گاز  SO2(0، 5/0،1، 5/1 و ppm2) و تلقیح باکتریایی (بدون تلقیح -R، تلقیح با ریزوبیوم بومی و استاندارد) بر طول سلول نردبانی و قطر سلول اسفنجی (mμ) گیاهان 40 روزه شبدر ایرانی. حروف مشابه نشان‌ دهنده عدم اختلاف معنی‌دار بین میانگین‌ها مطابق آزمون دانکن است. دادهها میانگین 3 تکرار±SE است و مقایسه برای هر ستون جداگانه انجام شده است.

تلقیح

SO2 (ppm)

طول سلول نردبانی (µm)

قطر سلول اسفنجی (µm)

 

بدون تلقیح -R

0

88/28ab± 3/0

67/16a±05/0

5/0

83/28ab± 2/0

62/16a±04/0

1

55/26d±1/0

35/14c±02/0

5/1

20/24f±1/0

58/12e±03/0

2

23/22g± 1/0

22/10g±05/0

 

تلقیح با ریزوبیوم بومی

0

47/29a±4/0

63/16a±04/0

5/0

72/28ab ±3/0

57/16a ± 02/0

1

39/27c±1/0

21/15b ± 03/0

5/1

36/25e±09/0

21/13d ±04/0

2

63/23f±09/0

55/11f ±08/0

 

تلقیح با ریزوبیوم استاندارد

0

43/28b ±4/0

60/16a ±09/0

5/0

90/28ab ±3/0

55/16a ± 09/0

1

54/27c ±1/0

28/15b ±03/0

5/1

51/25e ±1/0

25/13d ±08/0

2

45/23f ±2/0

48/11f ±04/0

 


بحث

ریزوباکترهای محرک رشد گیاه مثل ریزوبیوم سبب افزایش رشد گیاه می‌شوند که این افزایش رشد می‌تواند به صورت مستقیم و غیرمستقیم اتفاق بیفتد (29). باکتری در حالت مستقیم با تثبیت‌ نیتروژن، محلول‌سازی فسفر، افزایش آهن در دسترس، تولید هورمون‌های گیاهی و ویتامین‌ها و در حالت غیرمستقیم با افزایش مقاومت به تنش‌های زیستی و غیر زیستی سبب رشد گیاه می‌شود (30). در این مطالعه ریزوبیوم بومی و استاندارد به‏تنهایی بر روی تراکم روزنه، تراکم کرک، دهانه روزنه، اندازه کرک، طول سلول‌های نردبانی و قطر سلول‌های اسفنجی تاثیر معنی‌داری نداشتند و این شاخص‌ها در گیاهان تلقیح‌یافته نسبت به گیاهان تلقیح‌نیافته تغییر معنی‌داری را نشان ندادند. در مطالعه‌ای بر روی گیاه موتان Lotus japonicum تلقیح‌شده با سویه‌ای از ریزوبیوم هیچ تفاوتی در ساختار کرک قبل و بعد از تلقیح با ریزوبیوم مشاهده نشد (31). از نظر محققین سیستم روزنه‌ای در بسیاری از گیاهان به‏عنوان یک سیستم طبیعی عمل می‌کند که در مقابله با باکتری‌های بیماری‌زا تغییر نموده و در این حالت تغییرات آناتومی، در سازش و بقا گیاه می‌تواند موثر باشد (32). به‌طوری که در گیاه Lycopersicon esculentum تلقیح شده با باکتری Xanthomonas campestris بسته‌ شدن روزنه‌ها و کاهش دهانه‌ روزنه القا شد (33). همچنین محققین تغییرات آناتومی گیاه را به‏عنوان یک تکنیک آگاه ‌کننده و اخطار ‌دهنده آلودگی‌های زیست محیطی در نظر می‌گیرند (34). بنابراین عدم تغییر آناتومی گیاه به دنبال تلقیح ریزوبیومی شبدر بیان‌ کننده این مطلب است که تلقیح ریزوبیومی شبدر برای گیاه تنش محسوب نمی‌شود و گیاهان به‏طور طبیعی با باکتری‌های محرک رشد همزیستی برقرار می‌کنند؛ بنابراین گیاه نیازی به تغییر آناتومی خود ندارد.

از نظر محققین وقتی غلظت گاز SO2 از حد طبیعی خود که بین  ppm5/0‌–05/ می‌باشد، بیشتر شود آلودگی گاز SO2 رخ می‌دهد (35 و36). بنابراین غلظت  ppm5/0 غلظت سمی برای گیاه نمی‌باشد. از طرفی تاثیر گاز SO2 بر گیاهان وابسته به گونه گیاهی، مرحله نموی گیاه، فاکتورهای بیرونی مثل خاک، فصل و دما، مدت زمان قرار گرفتن در معرض SO2 و غلظت SO2 متفاوت است (8 و 37). برخی محققین از آناتومی گیاهان، علاوه بر استفاده در سیستماتیک، در بیان حضور آلودگی‌های زیست محیطی استفاده می‌کنند. تغییرات آناتومی گیاه به‏عنوان یک تکنیک اخطار دهنده آلودگی‌های زیست محیطی می‌باشد (34). در مطالعه حاضر نتایج اختلاف معنی‌داری را در خصوص تراکم روزنه و کرک، اندازه دهانه روزنه و اندازه کرک بین برگ گیاهان تیمار شده با SO2 و گیاهان شاهد (ppm0) نشان داد. تراکم روزنه در گیاهان قرارگرفته تحت غلظت ppm 5/0 در هر دو سطح برگ تغییر معنی‌داری نشان نداد ولی تحت غلظت‌های 1، 5/1 و ppm 2 SO2 تراکم روزنه در اپیدرم تحتانی با افزایش شدت تنش افزایش یافت درحالی‌که در اپی‏درم فوقانی تراکم روزنه با افزایش شدت تنش کاهش معنی‌داری را نسبت به گیاهان شاهد نشان داد. کاهش تراکم روزنه در سطح فوقانی می‌تواند مقدار گاز SO2ای که وارد بافت‌های برگ می‌شود را کاهش دهد و بنابراین از گیاه در برابر سمیت این گاز محافظت کند (7).

گشودگی دهانه روزنه در گیاهان قرارگرفته تحت غلظت ppm 5/0  SO2نسبت به گیاهان تحت غلظت  ppm0 در هر دو سطح برگ تغییرات معنی‌داری را نشان نداد، ولی تحت غلظت‌های بالاتر SO2 (1، 5/1 و ppm 2) گشودگی روزنه در اپی‏درم فوقانی با افزایش شدت تنش افزایش یافت درحالی‌که در اپی‏درم تحتانی دهانه روزنه با افزایش شدت تنش کاهش معنی‌داری را نسبت به گیاهان شاهد نشان داد. به‏‏نظر می‌رسد که افزایش دهانه روزنه به کاهش تورژسانس سلول‌های همراه روزنه مربوط باشد. یک جذب سریع از SO2 توسط این سلول‌های همراه باعث تغییراتی در نفوذپذیری غشا و کاهش در تورژسانس سلولی آن‌ها می‌شود که ممکن است افزایش در گشودگی روزنه را توضیح دهد (38). بسته شدن شکاف‌های روزنه‌ای که در سطوح برگ‌ها (35) همچنین در غلظت‌های خیلی بالای SO2 یا در مدت زمان‌های خیلی طولانی در معرض SO2 قرار گرفتن (38) رخ می‌دهد باعث تجمع CO2 در حفره‌های زیر روزنه‌ای و در نتیجه متوقف ‌شدن فتوسنتز می‌شوند (39). کاهش دهانه روزنه در اپی‏درم تحتانی برای جلوگیری از ورود بیشتر SO2 به داخل برگ مفید است. از آنجایی که گشودگی دهانه روزنه در اپی‏درم فوقانی توسط اثر SO2 افزایش می‌یابد پس کاهش دهانه روزنه در اپی‏درم تحتانی می‌تواند یک مکانیسم باشد که توسط گیاه برای جلوگیری از ورود بیشتر SO2 به برگ به کار می‌رود.

افزایش تراکم کرک در غلظت‌های 5/1 و ppm 2 در هر دو سطح برگ مشاهده شد درحالی‌که در غلظت‌های 5/0 و ppm 1 تراکم کرک در هر دو سطح برگ تغییر معنی‌داری را نسبت به گیاهان تحت غلظت ppm 0 نشان نداد. می‌توان گفت که غلظت‌های زیاد SO2 (5/1 و ppm 2) به‏صورت تنش محیطی می‌تواند تشکیل کرک را تحریک کند و سبب افزایش تراکم کرک شود. اندازه کرک در غلظت‌های 5/0، 1 و ppm 5/1 SO2 نسبت به گیاهان شاهد اختلاف معنی‌داری را در هر دو سطح برگ نشان نداد ولی تحت غلظت‌ ppm 2 اندازه کرک در هر دو سطح برگ افزایش معنی‌داری را نسبت به گیاهان شاهد نشان داد. کرک‌های بلند ممکن است به‏عنوان یک فیلتر و محافظ عمل کنند و ذرات و مولکول‌های آلودگی را از دهانه روزنه دور نگه ‌دارند (7).

بررسی اثرات آلودگی هوا بر گیاهان Trifolium repense، T. pretense و Acer saccharum کاهش دهانه روزنه و افزایش طول کرک و تراکم کرک را در هر دو سطح برگ نشان داد (40). همچنین بررسی گیاهان شبدر سفید و شبدر قرمز در مناطق آلوده هوا، کاهش تراکم روزنه و افزایش تراکم و طول کرک را نشان داد (7). گیاه Tithonia diversifolia در مناطق آلوده طول کرک بیشتر و تراکم کرک کمتر را نسبت به گیاهان قرار گرفته در مناطق غیرآلوده داشتند (41). اندازه دهانه روزنه و تراکم روزنه در سطح فوقانی برگ گیاه Psoralea corylifolia در اثر تیمار با گاز SO2 کاهش یافت (42).

در بررسی حاضر تحت غلظت ppm 5/0 SO2، طول سلول‌های نردبانی و قطر سلول‌های اسفنجی برگ در گیاهان تحت تیمار تغییرات معنی‌داری را نسبت به گیاهان تحت غلظت  ppm0 نشان نداد ولی تحت غلظت‌های بالاتر SO2 (1، 5/1 و ppm 2) کاهش معنی‌داری را نسبت به گیاهان شاهد نشان داد. در گیاهان Trifolium repense، T. montanum، T. repense و Lotus repense تحت آلودگی هوا طول سلول‌های نردبانی کاهش پیدا کرد ولی قطر سلول‌های اسفنجی در همه گیاهان به جز Lotus repense نسبت به شاهد تغییر معنی‌داری نداشت. در گیاه Lotus repense قطر سلول‌های اسفنجی نسبت به گیاهان آلوده کاهش معنی‌داری را نشان داد (26). کاهش در طول سلول‌های نردبانی می‌تواند به این علت باشد که SO2 به کلروپلاست سلول‌های نردبانی آسیب وارد ‌می‌کند (43). محققان گزارش کردند که تخریب کلروفیل و فتوسنتز توسط SO2 ابتدا در سلول‌های نردبانی برگ اتفاق می‌افتد (44).

 

نتیجه‌گیری

غلظت ppm 5/0 گاز SO2 بر شاخص‌های آناتومیکی برگ شبدر ایرانی تاثیر معنی‌داری ندارد ولی غلظت‌های بالاتر روی این شاخص‌ها اثر گذاشته و شرایط تنشی برای گیاه ایجاد نموده است. تعدادی از گیاهان با افزایش تعداد و اندازه کرک، تغییر در تعداد روزنه و گشودگی روزنه و تغییر اندازه سلول‌های مزوفیل برگ در برابر آلاینده‌های محیطی و هوا مقابله می‌کنند. همانطور که مشاهده شد اثر گاز SO2 (غلظت‌های بالاتر از  ppm5/0) به عنوان یک تنش با تغییر آناتومیکی برگ همراه شد. عدم تاثیر تلقیح ریزوبیومی به تنهایی بر آناتومی برگ تاکید بر تنش نبودن تلقیح ریزوبیومی برای شبدر دارد. با برقراری یک رابطه موفق و کارآ بین شبدر-ریزوبیوم که شامل ایجاد گرهک و استقرار ریزوبیوم در درون این گرهک‌ها و برقراری تجانس بین شبدر و سویه ریزوبیوم که در برقراری یک همزیستی مفید و کارآمد موثرتر است می‌توان اثر آلودگی SO2 را کاهش داد.

 

تشکر و قدردانی

 از حوزه معاونت محترم پژوهشی و فناوری دانشگاه اراک که حمایت مالی این تحقیق (طرح پژوهشی 1405/91 مورخ 26/2/91) را به‏عهده داشتند صمیمانه تشکر و قدردانی می‌شود.

1. Rakwal R, Agrawal GK, Kubo A, Yonekura M, et al. Defense/stress responses elicited in rice seedlings exposed to the gaseous air pollutant sulfur dioxide. Environ. Exp. Bot. 2003; 49: 223-235.

2. Irshad AH, Fayaz Ahmad S, Sultan P. Effect of Sulphur dioxide on the biochemical parameters of Spinach (Spinacea oleracia). Trakia J. Sci. 2011; 9(1): 24-27.

3. Smith SJ, Aardenne JV, Klimont Z, Andres RJ, et al. Anthropogenic sulfur dioxide emissions: 1850–2005. Atmos. Chem. Phys. 2011; 11(3): 1101–1116.

4. Hill GR, Thomas MD. Influence of leaf destruction by sulfur dioxide and clipping on yield of alfalfa. Plant physiol. 1933; 8:334-345.

5. Solberg RA, Adams DF. Histological responses of some plant leaves to hydrogen fluoride and sulfur dioxide. Am. J. Bot. 1956; 43(10): 755-760.

6. Pyatt BF. Lichens as indicators of air pollution in a steel producing town in south wales. Environ. Pollut. 1970; 1: 45-55.

7. Sharma GK. Cuticular features as indicators of environmental pollution. Water Air Soil poll. 1977; 8(1): 15-19.

8. Lang C, Popko J, Wirtz M, Hell R. et al. Sulphite oxidase as key enzyme for protecting plants against sulphur dioxide. Plant Cell Environ. 2007; 30(4): 447–455.

9. Sahgl M, Johri BN. The changing face of rhizobial systematics. Curr. Sci. 2003; 84(1): 43-48.

10. Ahemad M, Khan MS. Functional aspects of plant growth promoting rhizobacteria: recent advancements. Insight Microbiology. 2011; 1(3): 39-54.

11. Yang J, Kloepper JW, Ryu CM. Rhizosphere bacteria help plants tolerate abiotic stress. Plant Sci. 2009; 14(1): 1-4.

12. Erdemli S, Colak E, Kendir H. Determination of some plant and agricultural characteristics in Persian clover (Trifolium resupinatum L.). Tarim Bilimleri Dergisi. 2007; 13(3): 240-245.

13. Ates E. Influence of some hard seededness-breaking treatments on germination in Persian clover (Trifolium resupanatum ssp. typicum Fiori Et Paol.) seeds. Rom. Agric. Res. 2011; 28: 229-236.

14. Abbas SM, Kamel EA. Rhizobium as a biological agent for preventing heavy metal stress. Asian J Plant Sci. 2004; 3(4): 416-424.

15. Abbasi MR. Genetic diversity of Persian clover (Trifolium resupinatum) gene pools in National Plant Gene Bank of Iran. Iranian Journal of Rangelands and Forests Plant Breeding and Genetic Research. 2008; 16(1): 37-49.persian

16. Swift M, Bignell D. Standard methods for assessment of soil biodioversity and land use practice. International centre for research in Agroforestry (ICRAF) Southeast Asia 2001. Availible from: URL: http://www.icraf.cgiar.org/sea.

17. Molla AH, Shamsuddin ZH, Halimi MS, Morziah M, et al. Potential for enhancement of root growth and nodulation of soybean co-inoculated with Azospirillum and Bradyrhizobium in laboratory systems. Soil Bio. Biochem. 2001; 33: 457-463.

18. Caetano-Anolles G, Wall LG, De Micheli AT, Macchi EM, et al. Role of motility and chemotaxis in efficiency of nodulation by Rhizobium meliloti. Plant Physiol. 1988; 86: 1228-1235.

19. Sadovinkova YN, Bespalova LA, Antonyuk LP. Wheat gram agglutinin is a grown factor for bactrerium Azospirillum brasilense. Dokl. Biochem. Biophys. 2003; 398:103-105.

20. Bai Y, Zhou X, smith DL. Crop ecology, management and quality: enhanced soybean plant growth resulting from coinoculation of Bacillus strains with Bradyrhizobium japonicum. Crop Sci. 2003; 43: 1774-1781.

21. Wang YX, Oyaizu H. Evaluation of the phytoremediation potential of four plant species for dibenzofu-ran-contaminated soil. J. of Hazard. Mater. 2009; 168: 760-764.

22. Bashan Y, Levanony H, Mitiku G. Changes in proton efflux of intact wheat roots induced by Azospirillum brasilense Cd. Cana. J. Microbiol. 1989; 35: 691-697.

23. Agrawal M, Nandi PK, Rao DN. Effects of sulphur dioxide fumigation on soil system and

 

growth behaviour of Vicia faba plants. Plant Soil. 1985; 86(1): 69-78.

24. Cocking EC, Davey MR, Kothari SL, Srivastava JS. et al. Altering the specificity control of the interaction between rhizobia and plant. Symbiosis. 1992; 14: 123-130.

25. Noori M. Characterization of the Iranian species of Shophorea and Ammodendron (Leguminosea: Sophorea). Phd thesis, University of London and Royal Botanic Gurden, Kew, UK. 2002.

26. Gostin IN. Air pollution effects on the leaf structure of some Fabaceae species. Not. Bot. Horti. Agrobo. 2009; 37(2): 57-63.

27. Kiernan JA. Histological and histochemical methods: theory and practice. 3th edn. Oxford. UK: Butterworth-Heinemann. 1999.

28. Lillie RD. Histopathologic technic and practical histochemistry.3nd Ed. New York: the Blakiston Company. 1965.

29. Persello-Cartieaux F, Nussaume L, Robaglia C. Tales from the underground: molecular plant-rhizobacteria interactions. Plant Cell Environ. 2003; 26(2): 189-199.

30. Timmusk S. Mechanism of action of the plant growth promoting bacterium Paenibacillus polymyxa. Uppsala, Sweden: Acta Universities Upsaliensis. Comprehensive Summaries of Uppsala Disserations from the Faculty of Science and Technology 908. 2003; 40pp

31. Maekawa-Yoshikawa M, Muller J, Takeda N, Maekawa T, et al. The temperature-sensitive brush mutant of the legume Lotus japonicus reveals a link between root development and nodule infection by rhizobia. Plant Physiol. 2009; 149: 1785–1796.

32. Melotto M, Underwood W, Koczan J, Nomura K, et al. Plant stomata function in innate immunity against bacterial invasion. Cell. 2006; 126(5): 969–980.

33. Romas LJ, Volin RB. Role of stomatal opening and frequency on infection of Lycopersicon spp. by Xanthomonas campestrispv. vesicatoria. Aps. Symp. Ser. 1987; 77(9): 1311-1317.

34. Omosun G, Markson AA, Mbanasor O. Growth and anatomy of Amaranthus Hybridus as affected by diferrent crude oil concentrations. Am.Eurasian J. Scientific Res. 2008; 3 (1): 70-74.

35. Wali B, Iqbal M, Mahmooduzzafar. Anatomical and functional responses of Calendula officinalis L. to SO2 stress as observed at different stages of plant development. Flora. 2007; 202: 268–280.

36. Khan I, Ahmad A, Iqbal M. Sulphur in theenvironment. In Tandon P, Khatri S, Abrol Y. P, (eds). Biodiversity and its significance. New Delhi: IKBooks; 2006; 90-99.

37. Hijano CF, Dom´inguez MDP, Gim´enez RGS, ´anchez PH, et al. Higher plants as bioIindicators of sulphur dioxide emissions in urban environments. Environ. Monit. Assess. 2005; 111: 75–88.

38. Singh SN, Yunus M, Srivastava K, KulshreshthaK, et al. Response of Calendula officinalis L. to long-term fumigation with SO2. Environ. Pollut. 1985; 39: 17-25.

39. Wali B, Iqbal M, Mahmooduzzafar. Plant growth, stomatal response, pigments and photosynthesis of Althea officinalis as affected by SO2 stress. Indian J. Plant Physi. 2004; 9: 224–233.

41. Duldulao MCG, Gomez RA. Effects of vehicular emission on morphological characteristics of young and mature leaves of sunflower (Tithonia diversifolia) and Napier grass (Pennisetum purpureum). BSU grad. School Res. J. 2008; 85: 142-151.

42. Tanvir-Ali S, Mahmooduzzafar, Abdin MZ, Iqbal M. Ontogenetic changes in foliar features and psoralen content of Psoralea corylifolia Linn.exposed to SO2 stress. J. Environ. Biol. 2008; 29(5): 661-668.

43. Krishnayya NSR, Bedi SJ. Effect of sulphur dioxide and ascorbic acid on the plastid ultrastructure of Azadirachta indica leaves. Ann. Bot-London. 1980; 64(3): 311-313.

44. Hui-zhen Q, Zhu-jun W, Jia-xi W, Da-fu Q, et al. The effects of the harmful gases SO2 and HF on plant leaf structure. Acta Bot.Sin. 1980; 22(3): 232-236.