ارزیابی گیاه پالایی اقاقیا در خاک های آلوده به نفت خام با تاکید بر برخی فلزات سنگین

نوع مقاله: علمی - پژوهشی

چکیده

هدف: نفت خام ترکیب پیچیده ای از هزاران ترکیب هیدروکربنی و غیرهیدروکربنی از جمله فلزات سنگین است که می توانند سرطان زا و جهش زا باشند. مشخص شده که گیاه پالایی جهت خروج و کاهش آلاینده های نفتی موثر و کارآمد است ولی انتخاب گیاهان جهت گیاه پالایی مشکل می باشد. مواد و روش ها: اثرات آلودگی نفتی خاک (0 درصد، 1 درصد، 2 درصد، 3 درصد و 4 درصد حجمی/ وزنی) بر مقدار پرولین (روش Bathes)، پروتئین کل (روش برادفورد) و مقادیر سرب، کادمیم و روی (جذب اتمی) موجود در برگ های اقاقیای 90 روزه مورد بررسی قرار گرفت. آنالیز آماری داده ها با استفاده از نرم افزار SPSS11 و تست دانکن انجام شد. نتایج: نتایج نشان می دهد که مقدار پرولین و پروتئین به طور معنی داری (p£0.05) همراه با افزایش آلودگی، افزایش یافته است. بیشترین مقدار پرولین در گیاهان تیمار 4 درصد اندازه گیری شد. تجمع پرولین، یک پاسخ فیزیولوژیک عمومی بسیاری از گیاهان در پاسخ به محدوده وسیعی از تنش های زیستی و غیرزیستی است. نتایج نشان داد که روی و سرب در برگ های اقاقیا تجمع زیستی داشته اند. مقدار سرب برگ بطور قابل توجهی در گیاهان تحت تیمار 1 درصد افزایش داشته، بطوری که در تیمار 1 درصد غلظت سرب 20.8 برابر افزایش را نشان می دهد. هیچ اختلاف معنی داری در خصوص مقدار کادمیم بین تیمارها و گیاهان کنترل وجود نداشت. نتیجه گیری: بر اساس نتایج فوق، اقاقیا را می توان به عنوان یک انباشتگر در آلودگی نفتی استفاده نمود و در تحقیقات بعدی آن را برای گیاه پالایی خاک های آلوده به سرب انتخاب نمود.

کلیدواژه‌ها


مقدمه

نفت‌خام ترکیبی پیچیده از هزاران ترکیب هیدروکربنی (1) و غیرهیدروکربنی از‌ جمله فلزات سنگین (2) است که بر خواص فیزیکی و آبی خاک تأثیر ‌گذاشته (3)، سبب چسبندگی و اتصال ذرات خاک ‌شده و به دنبال سخت و غیرقابل‌نفوذ شدن خاک، زهکشی آب و انتشار اکسیژن را مختل می‌کند (4، 5 و 6). اختلالات خاک به دلیل تهویه ناقص (7) ناشی از جایگزینی هوای خاک با نفت، فعالیت میکروارگانیسم‌های غیرهوازی، اختلال در توازن آب در سیستم خاک-گیاه، سمیت ناشی از سولفیدها و زیادی منگنز آزاد شده در تجزیه هیدروکربن‌ها است. این اختلالات منجر به تغییرات خواص فیزیکی، مورفولوژیکی و شیمی خاک می‌شود که در نتیجه آن نیترات، فسفر قابل‌دسترس و کلسیم کاهش می‌یابد (3). هم‌چنین نفت‌خام می‌تواند در بافت گیاه نفوذ کرده و وارد فضاهای درون سلولی شود. غشای سلولی به دلیل نفوذ هیدروکربن‌ها آسیب می‌بیند که منجر به نشت محتویات درون سلول می‌شود (8). اثرات شیمیایی ناشی از عملکرد نفت و ترکیبات آن مثل فلزات سنگین، هیدروکربن‌های پلی‌سیکلیک آروماتیک توسط محققین مختلف مورد بررسی قرار گرفته است (9 و 10). تغییرات شیمیایی گیاهان در حضور نفت‌خام شامل ذخیره و تجمع فلزات سنگین، کاهش کلروفیل، پروتئین، کاروتنوئیدها و افزایش آمینواسیدها (11) می‌باشد.

رشد عظیم صنایع و استفاده از ترکیبات آروماتیک بی‌شمار در رنگ‌ها، مواد قابل انفجار، مواد دارویی و آفت‌کش‌ها در محیط منجر به آلودگی‌های جدی شده است. روش‌های فیزیکی و شیمیایی متعدد برای مقابله با آلودگی‌های نفتی در خاک وجود دارد که بسیاری از آنها به سبب هزینه بالا و اثرات مضر جانبی، کمتر استفاده می‌شوند. در سال‌های اخیر به روش‌های زیستی نظیر گیاه‌پالایی (Phytoremediation) توجه بیش‌تری شده است. گیاه‌پالایی فن‌آوری جدیدی است که در آن از گیاهان مقاوم برای حذف یا کاهش غلظت آلاینده‌های آلی، معدنی و ترکیبات خطرناک محیط زیست از جمله فلزات سنگین، مواد نفتی و علف‌کش‌ها استفاده می‌شود (12). امروزه استفاده از گیاهان سبز براساس توانایی فوق‌العاده آن‌ها در انباشت عناصر (گیاهان بسیار انباشتگر Hyperaccumulator) و حذف ترکیبات مضر از محیط و متابولیزه کردن آن‌ها به ملکول‌های متنوع، کاربرد فراوان دارد (13). فلزات سنگین و آلودگی‌های آلی، اهداف اصلی گیاه‌پالایی می‌باشند. اولین بار Adam و Duncan  و همکاران (14) نقش گیاهان را در پالایش آلودگی‌ هیدروکربن‌های نفتی به دنبال بررسی تأثیر سوخت دیزلی بر جوانه‌زنی کتان مطرح نمودند. گیاهان به طور غیرمستقیم از طریق تغییر دادن شرایط فیزیکی و شیمیایی خاک، افزایش تهویه و فراهم کردن اکسیژن جهت تجزیه‌ ترکیبات نفتی در کاهش آلودگی‌های نفتی مؤثر می‌باشند (15). همچنین گیاهان با انباشت ترکیبات فوق در زیست‌توده خود، به‌طور مستقیم نیز خاک را از ترکیبات آلی پاک می‌کنند (16). بیش‌تر تحقیقات گیاه‌پالایی، به سمت استفاده از لگوم‌ها که تثبیت‌کننده نیتروژن هستند گرایش دارند (15، 17، 18 و 19). در این پژوهش تاثیر غلظت‌های مختلف نفت‌خام بر مقدار پروتئین و پرولین گیاه اقاقیا که یک گیاه زینتی متعلق به خانواده فاباسه از خانواده‌های گیاهی مقاوم به آلاینده‌های نفتی می‌باشد (20 و 21) مورد بررسی قرار گرفته است تا امکان استفاده از اقاقیا به عنوان یک گیاه زینتی در پالایش آلودگی‌های مختلف نفت‌خام به خصوص فلزات سنگین موجود در نفت‌خام بررسی شود.

 

مواد و روش‌ها

بذرهای اقاقیا Robinia pseudoacacia L. از پارک کلاله شهر سنجان واقع در استان مرکزی جمع‌آوری شد. نفت‌‌خام از پالایشگاه اراک تهیه گردید. خاک مورد آزمایش مخلوط مساوی از خاک مزرعه و پرلیت در نظر گرفته شد. بذرها توسط اتانول 70 درصد به مدت 2 دقیقه و سپس هیپوکلریت‌سدیم 1 درصد به مدت 5 دقیقه ضدعفونی سطحی و سپس 5 بار با آب مقطر شستشو داده شدند (22). اسکاریفیکاسیون (خراش دادن) بذرها با نوک اسکالپل در ناحیه‌ای غیر از ناف انجام شد (23). دانه‌رست‌های دو روزه جوانه‌زده غیرآلوده به طور تصادفی در عمق 2 سانتی‌متری خاک، درون گلدان‌های شاهد و گلدان‌های محتوی خاک آلوده به نفت‌خام (ابعاد گلدان‌ها: طول 20 سانتی متر و قطر 18 سانتی متر) در غلظت 0 درصد، 1 درصد، 2 درصد، 3 درصد، 4 درصد، 5 درصد، 6 درصد، 7 درصد و 8 درصد (حجمی/‌وزنی) انتقال یافتند. درون هر گلدان 10 گیاهک اقاقیای دو روزه غیرآلوده کشت شد. پس از پوشاندن روی دانه‌رست‌ها توسط خاک همان گلدان، آبیاری با 250 میلی لیتر محلول هوگلند (24) برای هر گلدان صورت گرفت. گلدان‌ها در شرایط محیط در 25 درجه سانتی‏گراد ‌حرارت در شب و 28 درجه سانتی گراد در روز و فتوپریود 12ساعت روشنایی/12ساعت تاریکی قرار گرفتند. آبیاری هر هفته با توجه به نیاز گیاه، به میزان 250 میلی لیتر محلول نیمه هوگلند صورت گرفت. طرح آماری مورد استفاده طرح کاملا تصادفی در 3 تکرار در نظر گرفته شد. بعد از گذشت سه ماه و برداشت گیاه، اندازه‌گیری پرولین، پروتئین و فلزات سنگین سرب، روی و کادمیم در بافت برگ صورت گرفت. کلیه آزمون‌ها و تیمارها در سه تکرار انجام شد. جهت آنالیز داده‌ها از نرم‌افزار 11SPSS و برای مقایسه میانگین‌ها از آزمون دانکن و برای رسم نمودارها از نرم‌افزار Excel استفاده گردید.

اندازه‌گیری پرولین به روش Bathes: 01/0 تا 1/0 گرم از برگ خشک پودر شده را با 10 میلی لیتر اسید سولفوریک‌ 3 درصد در لوله آزمایش‌های مخصوص هر تیمار مخلوط کرده و درب لوله آزمایش‌ها را با فویل بسته و به مدت یک ساعت در تاریکی و در دمای محیط قرار داده شدند. سپس 2 میلی لیتر از عصاره به دست آمده را همراه با 2 میلی لیتر معرف نین‌هیدرین و 2 میلی لیتر اسید استیک‌گلاسیال در لوله آزمایش ریخته و به مدت 1 ساعت در حمام آب‌گرم با درجه حرارت  100 درجه سانتی گراد قرار گرفت. پس از خارج‌ کردن از حمام و سرد شدن لوله‌ها، 4 میلی لیتر تولوئن به آن اضافه کرده و 20 ثانیه خوب تکان داده تا کاملا مخلوط شود. در لوله آزمایش دو فاز تشکیل می‌شود فاز آلی صورتی رنگ در بالا و فاز آبی بی‌رنگ و شفاف که در قسمت پایین قرار دارد. فاز آلی جهت رنگ‌سنجی در دستگاه اسپکتروفتومتر UV-160A SHIMADZ و طول موج 520 نانومتر استفاده شد (25). برای رسم منحنی استاندارد از پرولین خالص با غلظت های 0، 50، 100، 200 و 250 میکرومولار استفاده و تمام مراحل کار روی آن انجام گردید. سپس منحنی استاندارد پرولین رسم و مقدار پرولین محلول با کمک این نمودار و بر اساس فرمول زیر در یک گرم بافت گیاهی بدست آمد.

X = [(A.B)/C]/(D/5)

در فرمول بالا، X مقدار پرولین بافت بر حسب میکروگرم در گرم بافت خشک، A مقدار پرولین به دست آمده از نمودار استاندارد بر حسب میکروگرم بر میلی‌لیتر، B مقدار تولوئن استفاده شده بر حسب میلی‌لیتر، C عدد ملکولی پرولین و D مقدار نمونه گیاهی توزین شده بر حسب گرم است.

اندازه گیری پروتئین به روش برادفورد: به 100 میلی لیتر بافر تریس 5/0 مولار با pH معادل 8/6، 2 گرم SDS افزوده و حل گردید. 200 میکرولیتر از بافر استخراج به نمونه‌های تازه برگ‌های اقاقیا افزوده و توسط میله شیشه‌ای استریل له و خوب مخلوط گردید. تمامی این مراحل در دمای 4 درجه سانتی گراد انجام شد. سپس محلول‌ها به مدت 20 دقیقه با دور rpm13000 سانتریفوژ شدند. به 5 میلی لیتر محلول برادفورد، 100 میکرولیتر عصاره فوق اضافه و پس از 30 دقیقه در شرایط آزمایشگاه، جذب عصاره فوق در طول موج 595 نانومتر اندازه‌گیری و با استفاده از منحنی استاندارد مقدار پروتئین بر حسب میلی گرم بر گرم بافت تر برگ محاسبه گردید. با حل نمودن 1 میلی‌گرم پودر BSA درون 5 میلی لیتر آب مقطر دو بار تقطیر، محلول استاندارد پروتئین تهیه شد. 5 میلی لیتر محلول برادفورد و حجم‌های تعیین‌شده‌ای از 20 تا 200 میکرولیتر از محلول BSA استاندارد به ترتیب درون لوله‌های آزمایش ریخته و با آب مقطر به حجم 500 میکرولیتر رسانده شدند. پس از آن جذب هر محلول رنگی استاندارد در طول موج 595 نانومتر توسط دستگاه اسپکتروفوتومتر مدل UV-160A SHIMADZ خوانده شد و منحنی استاندارد رسم گردید (26).

اندازه‌گیری عناصر سنگین (روی، سرب، کادمیم): 2/0گرم از ماده خشک گیاهی (برگ) توزین و به هر کدام 4 میلی لیتر اسیدنیتریک‌ 65 درصد اضافه شده و به مدت 24 ساعت در دمای اتاق قرار داده شدند، سپس به مدت 6-5 ساعت در آون90 درجه سانتی گراد قرار گرفته تا NO2 تبخیر شود. بعد از خنک شدن، نمونه‌ها با کاغذ صافی، صاف شده و با آب مقطر به حجم 10 میلی لیتر رسانده شدند. محلول‌های استاندارد 44/261 گرم بر مول نیترات‌روی (N2O6Zn. 4H2O)، 47/308 گرم بر مول نیترات‌کادمیم (Cd (NO3)2.4H2O) و 21/331 گرم بر مول نیترات‌سرب (N2O6Pb) تهیه شدند و جذب آن‌ها به همراه نمونه‌ها توسط دستگاه جذب اتمی مدل Shimadzu AA680 خوانده ‌شد. نمودار استاندارد بر اساس جذب رسم و فرمول خطی محلول‌ها به دست آمد. بیش‌ترین جذب نیترات‌سرب در طول‌موج 3/283 نانومتر، نیترات‌روی در طول ‌موج 9/213 نانومتر و نیترات‌کادمیم در طول‌موج 8/228 نانومتر مشاهده شد (20).

 

 

نتایج

در غلظت‌های بالاتر از 4 درصد گیاهان هیچ رشدی نداشتند. در غلظت 4 درصد نیز رشد بسیار ناچیز بود و مقدار برگ‌ها تنها جهت سنجش پرولین کافی بود. بنابراین نتایج سنجش پروتئین و فلزات سنگین تنها در گیاهان شاهد و گیاهان تیمار شده با 1 درصد، 2 درصد و 3 درصد نفت گزارش شده است. نتایج آنالیز واریانس (جدول 1) اختلاف معنی‌داری (05/0≥p) بین مقدار پرولین موجود در برگ شاهد و گیاهان تحت تیمار نشان داد به طوری که میزان پرولین گیاهان رشد یافته در خاک آلوده از گیاه شاهد به مراتب بیش‌تر بود. با افزایش غلظت نفت‌خام مقدار پرولین برگ افزایش معنی‌داری نشان داد. کم‌ترین و بیش‌ترین میزان پرولین به ترتیب 8/38 و 165 میکروگرم در گرم ماده خشک برگ در شاهد و گیاهان تحت تیمار 4 درصد مشاهده شد (جدول 2). مقدار پرولین برگ در گیاهان تحت تیمار 1 درصد، 2 درصد، 3 درصد و 4 درصد به ترتیب 09/1، 73/3، 49/2 و 25/4 برابر گیاه شاهد است.

اختلاف معنی‌داری (05/0≥p) در خصوص مقدار کل پروتئین بین گیاهان شاهد و گیاهان تحت تیمار نفت مشاهده شد (جدول 1). کم‌ترین و بیش‌ترین میزان پروتئین به ترتیب 7/2 و 51/4 میلی‌گرم در گرم بافت تر برگ در گیاه شاهد و گیاهان تحت تیمار 2 درصد نفت مشاهده ‌شد (شکل 1). میزان پروتئین در گیاهان تیمار شده با میزان 1 درصد، 2 درصد و 3 درصد نفت به ترتیب 81/34 درصد، 04/67 درصد و 37/40 درصد  نسبت به گیاه شاهد افزایش داشت.

 

 

جدول 1: جدول آنالیز واریانس اثر نفت‌خام بر مقادیر پرولین، پروتئین کل و غلظت عناصر روی Zn، کادمیم Cd و سرب Pb در برگ اقاقیای 90 روزه.

منابع تغییر

پرولین

پروتئین کل

Pb

Cd

Zn

اثر نفت‌خام

**804/62

*760/4

ns15/3

ns49/1

ns108/3

nsمعنی‌دار نیست                         *معنی‌دار در سطح 5 درصد                            **معنی‌دار در سطح 1 درصد

 

جدول 2: میانگین میزان پرولین (میکروگرم در گرم ماده خشک) برگ اقاقیا در غلظت‌های مختلف نفت‌خام (0 درصد، 1 درصد، 2 درصد، 3 درصد و 4 درصد). حروف یکسان عدم اختلاف معنی‌دار بین میانگین‌های مندرج را مطابق آزمون دانکن و برای کل جدول نشان می‌دهد. هر عدد میانگین 3 تکرار می‌باشد.

شاخص

شاهد

1درصد

2درصد

3درصد

4درصد

پرولین

94/0± c8/38

17/1± c2/42

69/2± a6/144

82/6± b7/96

4/14± a165

 

 

 

شکل 1: مقایسه غلظت پروتئین کل (میلی گرم بر گرم) بافت تر برگ گیاهان اقاقیای شاهد و گیاهان رشدیافته در خاک آلوده به غلظت‌های مختلف نفت‌خام (0 درصد، 1 درصد، 2 درصد و 3 درصد). خطوط خطا نشان‌ دهنده انحراف معیار است. حروف نامشابه، اختلاف معنی‌دار بین میانگین‌ها مطابق آزمون دانکن را نشان می‌دهد. هر عدد میانگین 3 تکرار می‌باشد.

جدول 3: میانگین غلظت عناصر کادمیمCd، رویZn و سربPb (ppm) در بافت خشک برگ اقاقیا در غلظت‌های مختلف نفت‌خام (0 درصد، 1 درصد، 2 درصد و 3 درصد). حروف یکسان عدم اختلاف معنی‌دار بین میانگین‌های هر ردیف را مطابق آزمون دانکن نشان می‌دهد. هر عدد میانگین 3 تکرار می‌باشد.

شاخص

شاهد

1درصد

2درصد

3درصد

روی

32/0± b02/4

03/0± ab44/4

39/0± a13/5

23/0± ab19/4

سرب

16/0± b35/0

82/3± a28/7

04/0± b53/0

02/0± b64/0

کادمیم

01/0± a12/0

008/0± a133/0

003/0± a13/0

006/0± a14/0

 


کم‌ترین و بیش‌ترین میزان عنصر روی به ترتیب 02/4 و ppm13/5 در بافت خشک برگ مربوط به گیاه شاهد و  گیاهان تحت تیمار 2 درصد بود. اختلاف معنی‌داری بین مقدار روی در برگ گیاهان شاهد و گیاهان تحت تیمار 2 درصد مشاهده شد. گیاهان تحت تیمار 2 درصد نسبت به شاهد، 28/1 برابر بیش‌تر، عنصر روی را در برگ‌های خود انباشته نموده بودند. همچنین اختلاف معنی‌داری بین مقدار سرب برگ‌های شاهد و گیاهان تحت تیمار 1 درصد مشاهده شد. به طوری‌که کم‌ترین میزان عنصر سرب ppm 35/0 در شاهد و بیش‌ترین  ppm28/7 در بافت خشک برگ گیاهان تحت تیمار 1 درصد مشاهده شد. به عبارت دیگر گیاهان تحت تیمار 1 درصد نسبت به شاهد، 8/20 برابر عنصر سرب را در برگ‌هایش بیش‌تر انباشته نموند ولی در خصوص کادمیم، در هیچ گیاه تحت تیماری، انباشت صورت نگرفته بود. در گیاه شاهد بیش‌ترین عنصر یافت شده، روی بود. عنصر روی در همه گیاهان تحت تیمار نسبت به دو عنصر دیگر غلظت بیش‌تری داشت و غلظت کادمیم نسبت به سایر عناصر کمتر بود (جدول 3).

 

بحث

برخی خصوصیات فیزیولوژیکی می‌تواند به عنوان یک نشان‌گر در تحمل آلودگی‌های محیطی استفاده شوند (11). یکی از پاسخ‌های شناخته‌شده گیاهان به تنش‌‌های مختلف محیطی تجمع اسمولیت‌های سازگار مانند آمینواسیدهای پرولین، بتائین، گلایسین و قند الکل‌ها است (27). مقدار پرولین برگ در گیاهان تحت تیمار 1 درصد، 2 درصد، 3 درصد و 4 درصد به ترتیب 09/1، 73/3، 49/2 و 25/4 برابر مقدار پرولین برگ شاهد بود. بنابراین نفت‌خام موجود در خاک، به عنوان یک تنش محیطی، در افزایش تولید پرولین برگ اقاقیا نقش مؤثری داشته است. از نظر محققین، در بسیاری از گیاهان پرولین آزاد در پاسخ به تأثیر تنش‌های زیستی و غیرزیستی انباشته می‌شود (28). نقش‌های فیزیولوژیکی متعددی برای تجمع پرولین در واکنش به تنش گزارش شده است که مهم‌ترین آن‌ها تاکید بر نقش پرولین به عنوان یک ماده تنظیم‌کننده اسمزی و عامل حفاظت‌کننده آنزیم‌های سیتوپلاسمی و ساختمان غشا می‌باشد. تجمع پرولین هنگامی رخ می‌دهد که پتانسیل آبی برگ به زیر حد آستانه لازم رسیده باشد. بالای این محدوده تغییرات پرولین اندک است (29). پرولین‌ هم‌چنین می‌تواند به عنوان یک جاروب‌کننده گونه‌های واکنش‌پذیر اکسیژن(Reactive oxygen species) ROS (30) و یک محافظ ملکولی جهت حفظ ساختار پروتئینی ‌باشد (28)

میزان پروتئین کل در گیاهان تحت تیمار 1 درصد، 2 درصد و 3 درصد نفت‌خام نسبت به شاهد به ترتیب 81/34 درصد، 04/67 درصد و 37/40 درصد افزایش را نشان داد. افزایش غلظت پروتئین در گیاهان تحت تاثیر دی‌اکسیدسولفور موجود در نفت‌خام نیز گزارش شده است (11) که این افزایش مربوط به سطح پروتئین سازگار است. با توجه به این که یکی از سازوکار‌های گیاهان در سم‌زدایی اکسیدهای نیتروژن در برگ‌ها، سنتز پروتئین و اسیدهای آمینه می‌با‌شد، بنابراین افزایش اسیدهای امینه و پروتئین در این مطالعه می‌تواند به دلیل اکسید سولفور و نیتروژن موجود در نفت‌خام ‌باشد، یعنی افزایش میزان پروتئین در گیاهان تحت تنش را به وجود دی‌اکسیدگوگرد و نیتروژن در آلاینده هیدروکربنی نفت‌خام نسبت می‌دهند که به منظور سم‌زدایی اکسیدنیتروژن در برگ گیاهان ساخته می‌شوند (11).

از بین عناصر مورد بررسی روی، بیش‌ترین و کادمیم کم‌ترین میزان جذب توسط گیاه و تجمع در برگ را نشان داد. گیاهان تحت تیمار 2 درصد نسبت به شاهد، 28/1 برابر بیش‌تر، عنصر روی را در برگ‌های خود انباشته کرده است ولی در خصوص کادمیم، در هیچ گیاه تحت تیماری، انباشت صورت نگرفته بود. با توجه به ضروری بودن عنصر روی برای گیاهان و غیرضروری بودن کادمیم به نظر امری طبیعی است (20). از طرفی در جذب کادمیم، عواملی مانند pH، مقدار هوموس خاک، میزان کادمیم محلول خاک و قابل‌دسترس برای گیاه، نیز تعیین‌کننده هستند (20). اختلاف معنی‌داری بین مقدار سرب برگ‌ گیاهان شاهد و گیاهان تحت تیمار 1 درصد مشاهده شد. گیاهان تحت تیمار 1 درصد نسبت به شاهد، 8/20 برابر عنصر سرب را در برگ ‌هایش انباشته نموده بودند. این نتایج با مطالعه فلزات سنگین در اقاقیا که در ترکیه انجام شده است مطابقت دارد (20). در این مطالعه غلظت سرب در تیمار 1 درصد معادل ppm82/3±28/7 یعنی بیش از حد طبیعی اندازه‌گیری گردید. لازم به ذکر است که غلظت کمتر از ppm3 سرب، غلظت طبیعی برای گیاهان گزارش شده است (20). مقادیر 42/62-89/14 میکرو گرم بر گرم (31) و 242-21 میکرو گرم (20) سرب در برگ اقاقیا نیز گزارش شده است. بنابراین اقاقیا قادر است در محیط‌های آلوده، ضمن حفظ بقا و رشد معمولی خود، مقادیر بالای فلزات و سایر سموم را بدون داشتن علائم مرئی مشخص مثل کلروز و نکروز برگی در خود انباشت کند.

 

نتیجه‌گیری

با توجه به ویژگی‌های درخت زینتی اقاقیا که به طور گسترده در نواحی شهری و روستایی رشد نموده و دارای محدوده جغرافیایی وسیع و توزیع اکولوژیک در کل جهان بوده و نیز کاشت و نگهداری آن آسان و کم‌هزینه است (20)، به نظر می‌رسد که گیاه اقاقیا بتواند در پالایش عناصر سرب و روی در خاک‌های آلوده به غلظت‌های پایین نفت‌خام موثر واقع شود.

 

تشکر و قدردانی

نویسندگان مقاله لازم می‌دانند از حوزه معاونت محترم پژوهشی و فناوری دانشگاه اراک که حمایت مالی و اجرایی این تحقیق را به عهده داشتند صمیمانه تشکر و قدردانی نمایند.

 

1. Peng S, Zhou Q, Cai Z, Zhang Z. Phytoremediation of petroleum contaminated soils by Mirabilis Jalapa L. in greenhouse plot experiment. J. of Hazardous Materials. 2009; 168: 1490-1496.

2. Akaninwor JO, Ayeleso AO, Monago CC. Effect of different concentrations of crude oil (Bonny light) on major food reserves in guinea corn during germination and growth. Scientific Research and Essay(Academic J.). 2007; 2(4): 127-131.

3. Chupakhina GN, Maslennikov PV. Plant adaptation to oil stress. Russian J. of Ecology. 35:290-295. Translated from Ekologiya. 2004; 330-335.

4. Luepromchai E, Lertthamrongsak W, Pinphanichakarn P, Thaniyavarn S, et al. Biodegradation of PAHs in petroleum-contaminated soil using tamarind leaves as microbial inoculums. J. of Scienc Technology. 2007; 29: 515-527.

5. Anigboro A, Tonukari N. Effect of crude oil on invertase and amylase activities in cassava leaf extract and germinating cowpea seedlings. Asian J. of Biological Sciences. 2008; 1: 56-60.

6. Baek KH, Kim HS, Oh HM, Yoon BK, et al. Effects of crude oil, oil components, and bioremediation on plant growth. J. of Environmental Science and Health. 2004; 39(9): 2465-2472.

7. Victor JO, Sadiq AO. Effects of spent engine oil on the growth parameters chlorophyll and protein levels of Amaranthus hybridus L. J. of The Environmentalist. 2002; 22: 23-28.

8. Baker JM. The Effects of oils on plants. J. of Environmental Pollution. 1970; 1: 27-44.

9. Marwood CA, Solomon KR, Greenberg Bw. Chlorophyll fluorescence as a bioindicator of effects on growth in aquatic macrophytes from mixtures of PAHs. J. of Toxicology Chemical. 2001; 20: 890-898.

10. Meudec A, Poupart N, Dussauze,J, Deslandes E. Relationship between heavy fuel oil phytotoxicity and polycyclic aromatic hydrocarbon contamination in Salicornia fragilis. J. of Science of the Total Environment. 2007; 381; 146-156.

11. Peretiemo-Clarke BO, Achuba FI. Phytochemical effect of petroleum on peanut (Arachis hypogea) seedlings. J. of Plant Pathology. 2007; 6 (2): 179-182.

12. Palford ID,Watson C. Phytoremediation of heavy metal contaminated land by tree a review. J. of  Environmental. INT. 2003; 29: 529-40.

13. Gerhardt KE, Huanga XD, Glicka BR, Greenberg BM. Phytoremediation and rhizoremediation of organic soil contaminants: Potential and challenges. Plant Science. 2009; 176: 20-30.

14. Adam G, Duncan H. Influence of petroleum hydrocarbon on seed germination. J. of Environmental Pollution. 2002; 120: 363-370.

15. Shirdam R, Daryabeigi Zand A, Nabi Bidhendi G. Phytoremediation of hydrocarbon-contaminated

 

soils with emphasis on the effect of petroleum hydrocarbons on the growth of plant species. J. of Phytoprotection. 2008; 89: 21-29.

16. Singh OV, Jain RK. Phytoremediation of toxic aromatic pollutants from soil, J. of Appl Microbiol Biotechnol. 2003; 63: 128-135.

17. Lee SH, Lee WS, Lee CH, Kim JG. Degradation of phenanthrene and pyrene in rhizosphere of grasses and legumes. J. of Hazardous Materials. 2008; 153: 892-898.

18. Milner MJ, Kochian LV. Investigating heavy-metal hyperaccumulation using Thlaspi caerulescens as a Model System. Annals of Botany. 2008; 102(1): 3–13.

19. Tanee FBG, Akonye, Love A. Effectiveness of Vigna Unguiculata as a Phytoremediation Plant in the remediation of Crude oil polluted soil for Cassava (Manihot Esculenta; Crantz) Cultivation. J. of Science Environment. Manage. 2009; 13(1): 43-47.

20. Celik A, Kartal AA, Akdogan,A, Kaska Y. Determining the heavy metal pollution in Denizli (Turkey) by using Robinio pseudo-acacia L. J. of Environment Intenational. 2005; 31: 105-112.

21. Anoliefo GO, Isikhuemhen OS, Ohimain EI. Sensitivity studies of the common bean (Vigna unguiculata) and maize (Zea mays) to different soil types from the crude oil drilling sites at Kutchalli. Nigeria, J. of Soils Sediments. 2006; 6 (1):30-36.

22. Wang Y, Oyaizu H.  Evaluation of the phytoremediation potential of four plant species for dibenzofuran-contaminated soil. J. of Hazardous Materials. 2009; 168: 760-764.

23. Finch Savage WE, LeubnerMetzger G. Seed dormancy and the control of germination. New Phytologist. 2006; 171: 501-523.

24. Hoagland DR, Arnon DI. The water-culture method for growing plants without soil. California Agricultural Experiment Station Circular. 1950; 347: 1-32.

25. Bathes LS, Waldren RP, Teare ID. Rapid determination of free proline for water stress studies. J. of Plant and Soil. 1973; 39: 205-207.

26. Bradford MM. A rapid and sensitive method for quantitation of microgram of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical Biochemistry Quantities. 1976; 72: 248-254.

27. Hussein SH, Terry N. Phytomonitoring the uniqe colonization of oil-contaminated saline environment by Limoniastrum monopetalum L. Boiss in Egypt. J. of Environment International. 2002; 28: 127-135.

28. Verbruggen N, Hermans C. Proline accumulation in plants. J. of Amino Acids. 2008; 35: 753-759.

29. Levitt J. Salt and ion stresses response of plant to environmental stresses. Academic press. 1980; 2: 365-488.

30. Smirnoff N, Cumbes QJ. Hydroxyl radical scavenging activity of compatible solutes. J. of Phytochemistry. 1989; 28: 1057-1060.

31. Aksoy A, Sahin U, Duman F. Robinia pseudo-acacia L. as a Possible Biomonitor of Heavy Metal Pollution in Kayseri. Turk J. of Botanical. 2000; 24: 279-284.