بررسی مقایسه ای بردباری دو واریته گندم (Triticum aestivum) در تولید کلروفیل و انتقال الکترون نسبت به تنش شوری

نوع مقاله: علمی - پژوهشی

چکیده

هدف: هدف از پژوهش حاضر بررسی دو واریته گندم  Triticum aestivumبا بردباری متفاوت نسبت به تنش شوری، در غلظت‌های مختلف نمک بود.
مواد و روش‌ها: گیاهانی از دو واریته  Seds 1وGiza 168 به مدت هفت روز در محیط غذایی هوگلند رشد داده شدند و تعدادی نیز در محیط غذایی دارای 200 میلی مول نمک اضافی قرار گرفتند. قطعات برگی جدا شده از این گیاهان در محیط دارای 600 میلی‏مول نمک اضافی قرار داده شدند. برای بررسی میزان کلروفیل به گیاهان اتیوله پیش تیمار شده در محیط دارای 200 میلی مول نمک اضافی از هر دو واریته، نور تابیده شد.
نتایج: حداکثر کارایی فتوشیمیایی، Fv/Fm، بدون تغییر معنی‏دار باقی ماند. اندازه گیری میزان انتقال الکترون (ETR) نشان داد که واریته مقاوم، Seds 1، دارای ETR بیشتری نسبت به واریته حساس Giza 168 بود. این اندازه گیری همچنین نشان داد که نمونه‌های مقاوم وحساسی که قبلا در محیط تنش قرار گرفته بودند ایستادگی بهتری را در محیط شور نسبت به نمونه‌های رشد یافته در محیط معمولی داشتند. میزان کلروفیل در واریته مقاوم نسبت به واریته حساس بالاتر بود. گیاهان واریته حساس که قبلا پیش تیمار شده بودند و سپس در معرض شوری بالا قرار گرفته تجمع کلروفیل بیشتری داشتند.
نتیجه گیری: عملکرد فتوسیستم II تحت تاثیر تنش شوری قرار نمی‏گیرد. واریته مقاوم سازگاری فتوسنتتزی بهتری با تنش شوری دارد. به نظر می‌رسد این امر به دلیل کارآیی بالاتر دستگاه فتوسنتزی آن باشد.

کلیدواژه‌ها


مقاله پژوهشی                                                                                                                          مجله علمی پژوهشی سلول و بافت

                                                                                                                                            جلد 1، شماره 2، زمستان 1389، 67-57

 

بررسی مقایسه ای بردباری دو واریته گندم (Triticum aestivum) در تولید کلروفیل

 و انتقال الکترون نسبت به تنش شوری

 

محمدرضا امیرجانی Ph.D.1*

 

1- دانشگاه اراک، دانشکده علوم، گروه زیست شناسی، کد پستی 8349-8-38156

* پست الکترونیک نویسنده مسئول: m-amirjani@araku.ac.ir

 

تاریخ دریافت: 10/12/ 1389                               تاریخ پذیرش: 4/4/1390

 


چکیده

هدف: هدف از پژوهش حاضر بررسی دو واریته گندم  Triticum aestivumبا بردباری متفاوت نسبت به تنش شوری، در غلظت‌های مختلف نمک بود.

مواد و روش‌ها: گیاهانی از دو واریته  Seds 1وGiza 168 به مدت هفت روز در محیط غذایی هوگلند رشد داده شدند و تعدادی نیز در محیط غذایی دارای 200 میلی مول نمک اضافی قرار گرفتند. قطعات برگی جدا شده از این گیاهان در محیط دارای 600 میلی‏مول نمک اضافی قرار داده شدند. برای بررسی میزان کلروفیل به گیاهان اتیوله پیش تیمار شده در محیط دارای 200 میلی مول نمک اضافی از هر دو واریته، نور تابیده شد.

نتایج: حداکثر کارایی فتوشیمیایی، Fv/Fm، بدون تغییر معنی‏دار باقی ماند. اندازه گیری میزان انتقال الکترون (ETR) نشان داد که واریته مقاوم، Seds 1، دارای ETR بیشتری نسبت به واریته حساس Giza 168 بود. این اندازه گیری همچنین نشان داد که نمونه‌های مقاوم وحساسی که قبلا در محیط تنش قرار گرفته بودند ایستادگی بهتری را در محیط شور نسبت به نمونه‌های رشد یافته در محیط معمولی داشتند. میزان کلروفیل در واریته مقاوم نسبت به واریته حساس بالاتر بود. گیاهان واریته حساس که قبلا پیش تیمار شده بودند و سپس در معرض شوری بالا قرار گرفته تجمع کلروفیل بیشتری داشتند.

نتیجه گیری: عملکرد فتوسیستم II تحت تاثیر تنش شوری قرار نمی‏گیرد. واریته مقاوم سازگاری فتوسنتتزی بهتری با تنش شوری دارد. به نظر می‌رسد این امر به دلیل کارآیی بالاتر دستگاه فتوسنتزی آن باشد.

واژگان کلیدی: انتقال الکترون، تنش شوری، کلروفیل، گندم

 

 

 

 


مقدمه

ملکول‏های کلروفیل مانند سایر رنگدانه‌ها از جمله کاروتنوئیدها به پروتیئن ها متصل هستند (1) . مجموعه های جمع کننده نور (Light Harvesting Complex, LHC) دارای کلروفیل و کاروتنوئید هستند و مرکز واکنش را که حاوی ترکیبات انتقال الکترون است احاطه می‌کنند (2). طرز قرارگرفتن مجموعه‏های پروتئین - رنگدانه برای فعالیت آنها بسیار مهم است زیرا نهایتاً انرژی اولیه از کاروتنوئیدها به مرکز واکنش منتقل می‌شود که جدایی بار فتوشیمیایی در آنجا اتفاق می‌افتد (3-4). مجموعه‏های پروتئین- رنگدانه به غشا تیلاکوئید کلروپلاست وابسته‏اند و به صورت دو مجموعه بزرگ فتوسیستم I و فتوسیستم II سازماندهی شده‌اند. انتقال الکترون در مرکز واکنش فتوسیستم II به زنجیره انتقال الکترونی متصل است که به فتوسیستم I هدایت می‌شود. این پیوند برای انتقال الکترون از آب در بخش اکسیدکننده فتوسیستم II به فردوکسین و نهایتا به NADP+ در بخش احیا کننده فتوسیستم I ضروری است. بخش اعظم فلورسانس کلروفیل که از فتوسیستم II منشاء می‏گیرد (5) می‌تواند به عنوان ابزاری برای سنجش دستگاه فتوسنتزی مورد استفاده قرار گیرد. بازتاب فلورسانس کلروفیل با توجه به کارآیی فتوسنتزی تغییر می‌کند (6). اولین گیرنده الکترون، QA، در شرایط تاریکی به حالت اکسید شده است. بنابراین بازتاب فلورسانس در این شرایط به عنوان فلورسانس صفر یا زمینه F0 در نظر گرفته می‌شود. وقتی بخشی از QA در اثر تابشی نور احیا می‌شود، فلورسانس حاصل اصطلاحاً فلورسانس متغیر Fv نامیده می‌شود. در صورتیکه QA کاملا احیا شود، حداکثر فلورسانس Fm دیده خواهد شد(7) . این حالت عملاً هنگامی اتفاق می‌افتد که نمونه‌های اتیوله تحت تابش فلاش‏های نوری  قرار گیرند. این اطلاعات می‌تواند برای محاسبه کارآیی فتوشیمیایی فتوسیستم II مورد استفاده قرار گیرد. میزان انتقال الکترون (Electron transfer rate, ETR) تحت تاثیر بازده کوانتومی فتوسیستم II قرار دارد. این پارامترها همچنین تمامیت مجموعه PSII/LHC را نشان می دهد(8-9). میزان حداکثر کارآیی فتوشیمیایی برای برگ‌های سالم معمولا بین 79/0 تا 84/0 است (10). تغییر قابل ملاحظه نسبت Fv/Fmنشان دهنده عملکرد ضعیف فتوسیستم II است.

در پژوهش حاضر تأثیر شدت کم نور بر حداکثر کارایی فتوشیمیایی فتوسیستم II و میزان انتقال خطی الکترون فتوسنتزی قطعات برگی جدا شده از گیاهان گندم مقاوم و حساس به شوری که در معرض تنش شدید شوری 600 میلی مول نمک اضافی قرار گرفته‌اند بررسی می‌شوند.

شوری یکی از مشکلاتی است که کشت گیاهان را در قسمتهای عمده‏ای از جهان با مشکل مواجه کرده است. غلظت بالای نمک منجر به عدم تعادل یونی و تنش اسمزی بیش از حد در گیاهان می‌شود. به دنبال آن اغلب واکنش های تنش ثانویه ازجمله تخریب اکسیداتیو اتفاق می‌افتد (11-12).

عدم تعادل یونی به علت تجمع زیاد Na+  و Cl- بوجود می‌آید و منجر به کاهش جذب سایر ترکیبات معدنی از جمله K+ و Ca2+ می‌شود (13-14). یکی از جنبه های بسیار مهم مقاومت به شوری تجمع محلول‏های مورد نیاز برای برقراری تعادل یونی سیتوپلاسم در واکوئل است. گیاهان نامقاوم اغلب چنین ظرفیتی را ندارند و فرایندهای متابولیکی آنها به علت عدم تعادل یونی و تنش خشکی مختل می‌شود (15). از آنجا که کلروزه شدن یکی از نتایج رشد گیاه در تنش شوری است (16)، بررسی تجمع کلروفیل در گیاهان تحت تنش شوری فرایند مناسبی برای مطالعه اثرات متابولیکی تنش شوری می‏باشد. شوری نوعی تنش غیر زیستی است که رشد و متابولیسم گیاه را تحت تاثیر خود قرار می‏دهد (17). تنش شوری منجر به تخریب ساختار کلروپلاست و ناپایداری مجموعه‏های پروتئین رنگدانه می‌شود (18-19). بنابراین میزان کلروفیل و به دنبال آن مشخصات فلورسانس کلروفیل تحت تاثیر شوری قرار می‏گیرند. گیاهان رشد یافته در تاریکی فاقد کلروفیل‌اند اما بعد از تابش نور، کلروفیل تولید شده افزایش می‌یابد. نکته قابل توجه این است که تنش شدید شوری باعث کاهش انباشتگی کلروفیل و محدود شدن فلورسانس فتوسیستم II می‌شود (20).

بسیاری از گیاهان می‌توانند در برابر شوری مقاومت کنند مقاومت این گیاهان به علت توانایی حفظ تعادل Na+بین واکوئل و سیتوزول از طریق فعالیت کانال‏های یونی است (21-23). این عمل بوسیله انتقال نمک اضافی به بخش‏هایی از گیاه که فعالیت کمتری دارند (24-26) یا جلوگیری اسمزی مانند افزایش تولید گلیسین در کلروپلاست انجام می‌شود. تنش شوری در گیاهانی که در نور قرار می‌گیرند نسبت به گیاهانی که در تاریکی هستند تاثیر بیشتری دارد (27). تشکیل گونه‌های اکسیژن واکنش‌گر (ROS, Reactive Oxygene Species) نیز در تورم غشا دخالت دارند (28) و آنتی اکسیدانت‏ها می‌توانند نقش تشکیل ترکیبات اکسیژن واکنش‌گر را کم ‌رنگ‌تر کنند. همچنین مشخص شده است که میزان کلروفیل، نئوزانتین، لوتئین و     بتا کاروتن با افزایش غلظت نمک تغییری نمی‌کند (28-29). به طور کلی گیاهان مقاوم در هنگام تنش، توسط مکانیسم‌های مختلفی از غشاء سلولی مراقبت می‌کنند. مکانیسم‌های مختلف مراقبت در گیاهان مقاوم منجر به کاهش غلظت Na+و Cl- (تا زیر غلظت بحرانی) در سلول‌ها می‌شوند (30). بنابراین گیاهان قادرند که اثر تنش شوری را بهبود بخشند. غلظت نمک و مدت تنش از عوامل تعیین کننده زمان لازم برای بهبودی گیاهان محسوب می‌شوند (31).

عوامل محیطی ترکیب رنگدانه‌ای و سازماندهی ساختاری تیلاکوئیدهای کلروپلاست را نیز تغییر می‌دهند. غلظت بالای کاتیون‌ها می‌توانند باعث تخریب اجسام تیغه‌ای ابتدایی (Prolamellar body, PLB) شوند و طیف جذبی پرتوتوکلروفیلید، پیش ساز بی واسطه کلرفیل که فاقد زنجیره فیتولی است، را تغییر دهند. مشخص شده است که تنش شوری منجر به تشکیل پروتیلاکوئیدها و تیلاکوئیدهای متورم می‌شود (32). در تنش شوری میزان تجمع کلروفیل در برگ‌ها کاهش می‌یابد و همزمان نمو طبیعی کلروپلاست نیز مختل می‌شود (18). در پژوهش حاضر سعی شده است تا با بررسی گیاهان رشد یافته در محیطی طبیعی یا تحت تنش شوری تاثیر شوری بر دو رقم گیاه گندم نان مشخص شود.

 

مواد و روش ها

گیاه و شرایط رشد آن: دانه‌های گندم (Triticum aestivum) واریته حساس، Giza 168، و مقاوم،Seds 1 ، دارای توانایی رشد در  محیط 600 میکرومول نمک که از مؤسسه گیاه‌شناسی دانشگاه گوتنبرگ (سوئد) تهیه شد مورد استفاده قرار گرفتند. دانه‌ها به مدت 16 ساعت در تاریکی و درآب شهری خیس خوردند. سپس دانه‌های خیس خورده روی توری‌های فلزی استیل که در دهانه ظرف پلاستیکی با ابعاد 22×10×7 سانتی‌متر ثابت شده بود قرار گرفتند. دانه‌ها به مدت 7 روز در محیط هوگلند (33)، در دمای معمولی اتاق و در اتاقک رشد در تاریکی و یا روشنایی ممتد با شدت µmol m-2 s-1 50-30 رشد داده شدند.

یک سانتی‏متر انتهایی برگ اولیه قطع شد و دو سانتی‏متر زیر آن برای بررسی‏ها مورد استفاده قرار گرفت. قطعات برگی در پتری دیش‌های محتوی محیط هوگلند فاقد نمک اضافی، به عنوان شاهد، یا دارای غلظت‌های مختلف نمک اضافی 200 و 600 میلی‏مول، به عنوان نمونه آزمایش، شناور شدند. مخلوطی از NaCl و KCl به نسبت مولی مساوی به عنوان نمک اضافی به محیط غذایی هوگلند اضافه شدند. تعدادی از گیاهان قبل از شناور شدن در محیط آزمایش، به مدت دو ساعت در محیط دارای 200 میلی مول نمک پیش تیمار شدند.

 

میزان انتقال الکترون و  بازده کوانتومی فتوسیستم II : فلورومتری (Pulse-amplitude modulated) PAM یکی از روشهایی است که به طور وسیع برای بررسی کارآیی فتوسیستم II مورد استفاده قرار می‌گیرد (7-8). به این منظور قطعات برگی گیاهان رشد یافته در روشنایی به مدت 30 دقیقه در تاریکی قرار گرفتند (34) و سپس حداکثر کارآیی فتوشیمیایی Fv/Fm فتوسیستم II و میزان انتقال الکترون خطی ETR بوسیله فلورومتر PAM-2000, walt, Effeltrich بررسی شد.  نسبت Fv/Fm و ETR مشاهده شده میانگین حداقل 5 تکرار می باشد.

 

استخراج و اندازه گیری رنگدانه‌ها: قطعات برگی با استفاده از استون 80 درصد عصاره گیری شدند. حدود 1/0 گرم از قطعات برگی در 4 میلی لیتر استون 80 درصد با استفاده از هموژنایزر شیشه‌ای ساییده شد. عصاره حاصل به مدت 7 دقیقه در g 3000 با استفاده از دستگاه Labofuge 200 (Labofuge, VWR, Stockholm , Sweden) سانتریفوژ شد و محلول رویی برای اندازه گیری جذب نوری مورد استفاده قرار گرفت. جذب نوری محلول با استفاده از دستگاه اسپکتروفتومتر (Perkin Elmer Lambda 900 UV/VIS, Boston, MA, USA) اندازه‪گیری و میزان رنگدانه مطابق روش برورز(35) محاسبه شد. جذب نوری محلول در طول موج‌های 626، 645 و 663 نانومتر ثبت و میزان کلروفیل بر اساس معادله‌های 1، 2 و 3 محاسبه گردید.

معادله 1

Chl a (µg/ml) = 12.68 OD663 - 2.65 OD645 + 0.30 OD626

معادله 2

Chl b (µg/ml) = - 4.23 OD663  + 23.62 OD645 - 3.26 OD626

معادله 3

Pchl (µg/ml) = - 4.00 OD663  - 6.76 OD645 + 29.62 OD626

 

اسپکتروفلورومتری: طیف فلورسانس قطعات برگی بوسیله اسپکتروفلورومتر فلورولوگ 3 تاو (Fluorolog 3 tau , Spex Instrument S.A Inc NJ, USA) in vivo و در دمای پایین، 196- درجه سانتی‏گراد، و طول موج برانگیختگی 440 نانومتر ثبت شد. به منظور حذف تفاوت حساسیت فتومولتی پلایر، طیف‌های فلورسانس با استفاده از نرم افزار GRAM 32 مورد تصحیح قرار گرفتند. قطر منافذ تابش و سنجش نور به اندازه 4 نانومتر تنظیم شده بود. نمونه‌های مورد استفاده متشکل از حداقل سه برگ بودند که در لوله‌های شیشه‌ای کوچکی قرار داده شدند. نمونه‌ها سپس در نیتروژن مایع قرار گرفتند.  اطلاعات حاصل از فلورومتر به یک دستگاه کامپیوتر                       مجهز به نرم افزار GRAM 32 منتقل شدند                        (Galactic Industries Corporation Salem NH, USA). بزرگی نسبی پیک‌های پرتوکلروفیلید و کلروفیلید، کلرفیل فاقد زنجیره فیتولی، در هر آزمایش میانگین فلورسانس حاصل از تمام برگ‌ها بود.

 

آنالیز اطلاعات: نتایج مورد استفاده در این پژوهش میانگین حداقل 5 تکرار در هر آزمایش است. اطلاعات بدست آمده توسط روش ANOVA با استفاده از نرم افزار SPSS v.16 و     05/0> P مورد تجزیه و تحلیل قرار گرفتند.

نتایج

تاثیر شوری بر حداکثر کارآیی فتوشیمیایی فتوسیستم II

حداکثر کارآیی فتوشیمیایی Fv/Fm فتوسیستم II در برگ گیاهان مقاوم و حساسی مورد ارزیابی قرار گرفت که قبلا در محیط دارای 200 میلی مول نمک اضافی و یا بدون آن قرار گرفته بودند. اندازه گیری‌ها نشان دادند که بطور کلی میزان مشاهده شده برای نسبت Fv/Fm در تمام تیمارهای مورد استفاده بدون توجه به مقاوم یا حساس بودن گیاه مورد بررسی عددی بین 810/0 تا 830/0 بود (جدول 1). گیاهانی که قبل از قرارگرفتن درمحیط دارای 600 میلی مول نمک اضافی با محیط غذایی دارای 200 میلی مول نمک اضافی پیش تیمار شده بودند و همچنین برگ گیاهانی که بعد از پیش تیمار در محیط غذایی معمولی قرار گرفتند تغییر معنی‏داری در این نسبت نشان ندادند (جدول 1).

 

 

 

جدول 1: میزان Fv/Fm  در واریته‌های مقاوم و حساس گندم که به مدت  9-7 روز در روشنایی با شدت µmol m-2 s-1 50-30 رشد کرده‌اند.

واریته / پیش تیمار(میلی‌مول)

تیمار (میلی‌مول)

Fv/Fm

مقاوم / 0

0

007/0 ± 824/0

مقاوم / 0

200

009/0 ± 826/0

مقاوم / 0

600

018/0 ± 814/0

مقاوم / 0

600 + ترمیم

011/0 ± 816/0

مقاوم / 200

0

006/0 ± 814/0

مقاوم / 200

200

004/0 ± 823/0

مقاوم / 200

600

011/0 ± 824/0

مقاوم / 200

600 + ترمیم

012/0 ± 830/0

حساس / 0

0

013/0 ± 818/0

حساس / 0

200

017/0 ± 815/0

حساس / 0

600

014/0 ± 817/0

حساس / 0

600 + ترمیم

018/0 ± 810/0

حساس / 200

0

012/0 ± 813/0

حساس / 200

200

007/0 ± 821/0

حساس / 200

600

008/0 ± 826/0

حساس / 200

600 + ترمیم

011/0 ± 823/0

 

 


میزان انتقال الکترون ETR

بررسی میزان انتقال الکترون ETR نمونه‌های تحت تنش نشان می‏داد که گیاهان پیش تیمار شده در محیط دارای 200 میلی مول نمک اضافی مقاومت بهتری را در شرایط شوری دارای 600 میلی مول نمک اضافی داشتند(شکل 1).

میزان کلروفیل در برگ‌های تحت تنش

برگ‌های اتیوله هر دو واریته رشد یافته در محیط هوگلند دارا یا فاقد نمک اضافه در حالیکه روی محیط شناور بودند در معرض نور ممتد قرار گرفتند. میزان کلروفیل a برگ‌ها هر دو ساعت یکبار اندازه گیری شدند (شکل 2 و 3). تولید کلروفیل a برگ‌های تحت تنش واریته حساس وقتی در محیط فاقد نمک اضافی شناور می‌شدند افزایش چشمگیری داشت. وقتی برگ‌های شناور شده در محیط دارای نمک اضافی از گیاهان شاهد گرفته می‌شدند، تولید کلروفیلa تفاوت معنی داری با وقتی که برگ‌ها از دانه‌رست‌های تحت تنش گرفته شدند، نشان نداد (شکلA, B 3).

 

 

 

شکل1. انتقال الکترون در گیاهان گندم. واریته‌های مقاوم و حساس گندم. گـیاهان به مدت 9-7 روز در (A) محیط فاقد (0) یا (B) دارای 200 میلی‌مول نمک اضافی (200) پیش تیمار شدند و سپس در محیط تنش دارای 600 میلی‌مول نمک اضافی قرار گرفتند. برخی از آنها به مدت 1 ساعت در محیط غذایی فاقد نمک اضافی ترمیم شدند (بهبود یافتند) (rec). مقایسه اطلاعات بخش A و B در بخش C شکل قابل مشاهده است.

 

 

شکل 2: میزان کلروفیل تولید شده در برگ دانه‌رست‌های واریته‌ مقاوم به شوری گندم. دانه‌های گندم در محیط هوگلند فاقد(الف) یا دارای 200 میلی‌مول نمک اضافی (ب) و در تاریکی رشد کردند.  قطعات برگ سپس در پتری محتوی  هوگلند فاقد (T-0-0, T-200-0) یا دارای 200 میلی‌مول نمک اضافی(T-0-200, T-200-200) شناور شده در معرض نور قرار گرفتند.

 

 

شکل 3: میزان کلروفیل تولید شده در برگ دانه‌رست‌های واریته‌ حساس به شوری گندم. دانه‌های گندم در محیط هوگلند فاقد (الف) یا دارای 200 میلی‌مول نمک اضافی (ب) و در تاریکی رشد کردند.  قطعات برگ سپس در پتری محتوی  هوگلند فاقد (S-0-0, S-200-0) یا دارای 200 میلی‌مول نمک اضافی(S-0-200, S-200-200) شناور شده در معرض نور قرار گرفتند.

 

 

شکل4:  طیف فلورسانس گیاهان 9 روزه گندم در دمای 196- درجه سانتی گراد  قبل (الف) یا بعد از تابش فلاش (ب). دانه‌های گندم در محیط هوگلند فاقد یا دارای 200 میلی‌مول نمک اضافی و در تاریکی رشد کردند. واریته‌ها و تیمارها: مقاوم در محیط فاقد نمک اضافی (T-0)، مقاوم در محیط دارای 200 میلی‌مول نمک اضافی (T-200)، حساس در محیط فاقد نمک اضافی (S-0)، حساس در محیط دارای 200 میلی‌مول نمک اضافی  (S-200).

 

 

تأثیر تنش شوری بر طیف فلورسانس

ثبت طیف فلورسانس نشان داد که طیف فلورسانس پرتوکلروفیلید در برگ‌های اتیوله دارای قله‌هایی در 633 و 655 نانومتر بود(شکل A4). پرتوکلروفیلید بعد از تابش نور به کلروفیلید تبدیل می‌شود و بنابراین قله حاضر در 655 نانومتری حذف و به جای آن قله‌ای در 685 نانومتر پدید می‌آید(شکل B4) که معرف کلروفیلید تازه تشکیل شده است. همانطور که در شکل 5 مشاهده می‌شود پرتوکلروفیلیدی که طیف آن در منطقه 633 نانومتر نسبت به 655 نانومتر در برگ گیاهان تحت تنش کاهش می‌یابد.

 

بحث

تاثیر شوری بر حداکثر کارآیی فتوشیمیایی فتوسیستم II

اندازه‌گیری فلورسانس برای بررسی عملکرد داخلی سیستم فتوسنتزی بسیار ارزشمند است. این روش یکی از  معمول‌ترین روش‌ها برای تحقیقات فتوسنتزی است. فتوسیستم II پدیده‌ای به نام فلورسانس قابل تغییر دارد که در آن شدت فلورسانسی، خصوصیات مجموعه مرکز واکنش و زنجیره‌ی انتقال الکترون وابسته را به تفصیل قابل ملاحظه‌ای نشان می‌دهد. اگر گیاه با نور شدیدی روشن شود، فلورسانس به حداکثر(Fm) می‌رسد (4). بنابراین تأثیر شوری بر بیوسنتز کلروفیل با اندازه گیری دو پارامتر مختلف فلورسانس کلروفیل توسط فلورومتری PAM، که یکی از روش‌هایی متداول برای بررسی کارآیی فتوسیستمII  است، بررسی شد (7-8). این دو پارامتر عبارت بودند از فلورسانس ماکزیمم، Fm، و فلورسانس متغیر، Fv. قطعات برگی که مستقیما از گیاهان موجود در محیط پیش تیمار جدا شدند نسبت مشابهی را با نمونه‌هایی که بعد از پیش تیمار درمحیط به مدت 2 ساعت در محیط معمولی قرار گرفتند نشان دادند. بنابراین طول دوره تیمار در میزان مشاهده تاثیری ندارد. نتایج حاصل از بررسی حاضر نشان می‏دهد که فتوسیستم II حتی در شرایط تنش شوری کارآیی فتوشیمیایی بالایی دارد. هرچند این نتایج با گزارشی دیگری که کاهش Fv/Fmرا در محیط شور نشان می‏دهد (36) متفاوت است. با اینکه میزان Fv/Fmعلیرغم تیمارهای متفاوت در محدوده مشابهی هستند نمی‏توان متأثر نبودن دستگاه فتوسنتزی را از آن نتیجه گرفت. میزان یکسان مشاهده شده Fv/Fm تنها تشابه کارایی فتوسیستم II را به طور مستقل نشان می دهد اما نمی‌تواند معیاری برای میزان انتقال الکترون به فتوسیستم II باشد.

میزان انتقال الکترون ETR

نتایج مشخص شده در شکل 1نشان می‏دهند که گیاهان پیش تیمار شده در محیط دارای 200 میلی مول نمک اضافی مقاومت بهتری را در شرایط شوری دارای 600 میلی مول نمک اضافی نشان دادند. ETR تنها در پیوند با فتوسیستم II نیست بلکه با مجموعه‏های دیگری از جمله سیتوکروم b6f ، فتوسیستم I ، پلاستوکینین و پلاستوسیانین نیز مربوط است. بنابراین کاهش میزان ETR نسبت به شاهد نشان دهنده عدم بهینه بودن دستگاه فتوسنتزی است.

 

میزان کلروفیل در برگ‌های تحت تنش

بررسی میزان کلروفیل در برگ‌ دانه‌رست‌ها نشان داد که در تمام موارد برگ‌هایی که در محیط فاقد نمک اضافی شناور بودن مقادیر بیشتری کلروفیل نسبت به برگ‌های شناور در محیط دارای نمک اضافی داشتند. نکته قابل توجه افزایش میزان کلروفیل a در برگ تهیه شده از دانه‌رست‌های تحت تنش نسبت به برگ تهیه شده از دانه‌رست‌های شاهد بود. برگ‌های تهیه شده از دانه‌رست‌های مقاوم تحت تنش وقتی درمحیط دارای نمک اضافی شناور می‌شوند میزان کلروفیل بیشتر از دانه‌رست‌های شاهد در شرایط مشابه تولید می‏کردند. تولید کلروفیل a برگ‌های تحت تنش واریته حساس وقتی در محیط فاقد نمک اضافی شناور می‌شدند افزایش چشمگیری داشت.

برخی پژوهشگران تأثیر پیش تیمار نمک با غلظت کم خطر را بر سازگاری و زنده ماندن دانه‌رست‌ها در تنش متوسط یا حتی بسیار بالای نمک مورد بررسی قرار دادند (37-39). بررسی‏ها نشان داده‌اند که پیش تیمار نمک سازگاری دانه‌رست‌ها به تنش شوری و افزایش +K در ریشه و بخش هوایی را زیاد می‌کند. در پژوهش حاضر مشاهده شد که تولید کلروفیل a در برگ گیاهان در محیط فاقد نمک اضافی تحت تابش نور قرار گرفتند بیشتر بود، بویژه هنگامی که قطعات برگی مورد آزمایش از گیاهان تحت تنش انتخاب شده بودند. البته وقتی قطعات برگی در محیط تنش تحت تابش نور قرار می‌گرفتند انباشتگی کلروفیلa در واریته مقاوم که قبلا تحت تنش قرار داشتند نسبت به دانه‌رست‌هایی که قبلا تحت تنش نبودند بیشتر بود. واریته حساس وضعیت متفاوتی داشت میزان کلروفیل a در دانه‌رست‌هایی که در محیط تنش تحت تابش نور بودند تقریبا به اندازه نمونه‌های پیش تیمار شده با نمک (شاهد) بود. البته کلروفیل a انباشته شده در برگ‌های پیش تیمار شده واریته حساس که ضمن تابش نور در محیط فاقد نمک اضافی قرار گرفته بودند در مقایسه با برگ‌های پیش تیمار نشده در شرایط یکسان، افزایش چشمگیری داشت (شکل A, B 3). بنابراین گیاهان حساس به شوری در اثر پیش تیمار، سازگاری ضعیفی با شوری پیدا کردند. اما این سازگاری در حدی نبود که سبز شدن در محیط تنش را حمایت کند. در نتیجه به نظر می‌رسد ضمن مراحل اولیه نمو دانه‌رست‌های گندم اتیوله درمحیط تنش مقادیر بیشتری پرتوکلروفیلید تولید می‌شود که عمده آن پرتوکلروفیلید بلند موج است. این حالت در هر دو واریته مقاوم و حساس مشابه بود اما در واریته مقاوم نمود بیشتری داشت. با تابش نور به برگ حاضر در محیط تنش واریته حساس کلروفیل کمتری نسبت به واریته مقاوم تولید می‌کرد. بنابراین ممکن است افزایش تشکیل پرتوکلروفیلید بلند موج در هر دو واریته به علت مکانیسم حمایتی برضد تنش شوری باشد.

 

تأثیر تنش شوری بر طیف فلورسانس

همانطور که شکل 4 نشان می‌دهد طیف فلورسانس پرتوکلروفیلید برگ‌های اتیوله دارای قله‌هایی در 633 و 655 نانومتر است که پس از تابش نور قله 655 نانومتری حذف و به جای آن قله‌ای در 685 نانومتر پدید می‌آید. این تغییر نشان دهنده تشکیل کلروفیلید است.

بررسی‌های قبلی نشان داده‌اند که همزمان با نمو گیاه در نسبت اندازه فلورسانس پرتوکلروفیلید (633 / 655) افزایش سریعی دیده می‌شود(40). این افزایش در شرایط مختلف آزمایش مشاهده شد اما در واریته مقاوم در محیط تنش نمو  بیشتری داشت(اطلاعات منتشر نشده). هنگامی که نسبت فلورسانس با طول بخش هوایی در نظر گرفته شد، این افزایش در واریته حساس نمود کمتری داشت. بعد از تابش نور نسبت بزرگی فلورسانس در 685 نانومتر به 633 نانومتر محاسبه شد که نسبت میزان کلروفیلید تازه تشکیل شده به پرتوکلروفیلید نافعال نوری را نشان می‏دهد. نتایج مشابه نسبت‌های انواع پرتوکلروفیلاید بود. بدین معنی که این نسبت در محیط تنش در هر دو واریته افزایش نشان می‏دهد. این افزایش حتی در مقایسه آن با طول بخش هوایی قابل مشاهده است.

 

نتیجه گیری

با توجه به نتایج فوق الذکر به نظر می‌‌رسد که عملکرد فتوسیستم II تحت تاثیر تنش شوری قرار نمی‏گیرد. همچنین واریته مقاوم از نظر تولید کلروفیل و فتوسنتز، سازگاری بهتری با تنش شوری دارد. این امر احتمالا به دلیل کارآیی بالاتر دستگاه فتوسنتزی آن می باشد.

 

 

 

1. Van Amerongen  H R. Van Grondelle and Valkunas L. Photosynthetic Excitons. 2000; Singapore: World Scientific Publishers.

2. Britt RD. The Light Reactions. In Oxygenic Photosynthesis( ed). DR Ort and CF Yocum; 1996; Dordrecht: Kiuwer Academic Publishers.

3. Govindjee R. Sixty-three years since Kautsky: Chloprophyll a fluorescence. Aust J Plant. Physiol. 1995; 22: 131-160.

4. Amirjani MR, Iranbakhsh A and Abnosi MH. Molecular mechanism of photosynthesis. 2009; Arak: Arak university.

5. Krause GH and Weis E. Chlorophyll fluorescence and photosynthesis: the basics. Ann. Rev. Plant. Physiol. Plant Mol. Biol. 1991; 42: 313-349.

6. Kromkamp JC and Forster RM. The use of variable fluorescence measurements in aquatic ecosystems: differences between multiple and single turnover measuring protocols and suggested terminology. Review Eur. J. Phycol. 2003; 38: 103-112.

7. Klughammer C and Schreiber U. Complementary PS II quantum yields calculated from simple fluorescence parameters measured by PAM fluorometry and the Saturation Pulse method. PAM Application Notes. 2008; 1: 27 -35.

8. Baker  NR. Chlorophyll fluorescence: A probe of photosynthesis in vivo. Annu Rev Plant Biol. 2008; 59: 89-113.

9. Rosenqvist  E  and van Kooten Ov, Chlorophyll fluorescence: a general description and nomenclature. Practical application of chlorophyll fluorescence in plant biology, ed. J.R. Dell and P.M.A. Toivonen. 2003; Dordrecht: Kluwer Academic Publishers.

10. Björkman O and Barbara D, Photon yield of 02 evolution and chlorophyll fluorescence characteristics at 77 K among vascular plant of diverse origins. Planta. 1987; 170: 489-504.

11. da Silva EC, RJMC. Nogueira FP. de Araujo, de Melo NF, et al. Physiological responses to salt stress in young umbu plants Environmental & Experimental Botany. 2008; 63: 147-157.

12. Zhu X and Zhang J. Anti-transpiration and anti-growth activities in the xylem sap from plants under different types of soil stress. New Phytologist. 1997; 137: 657-664.

 

13. Lutts S, Majerus V and Kinet JM.  Physiologia Plantarum, NaCl effects on proline metabolism in rice (Oryza sativa) seedlings. 1999; 105: 450-458.

14. Ji-Ping G, Dai-Yin C and Hong-Xuan L, Understanding Abiotic Stress Tolerance Mechanisms: Recent Studies on Stress Response in Rice. Journal of Integrative Plant Biology. 2007; 49: 742−750.

15. Verslues PE, Agarwal M, Katiyar-Agarwal S, Zhu J, et al,  Methods and concepts in quantifying resistance to drought, salt and freezing, abiotic stresses that affect plant water status. Plant J. 2006; 45: 523-539.

16. Yousfi S, Wissal Ms, Mahmoudi H, Abdelly C, et al.  Effect of salt on physiological responses of barley to iron deficiency. Plant Physiology & Biochemistry (Paris). 2007; 45: 309-314.

17. Allahverdiev SR, Mavituna M, Ganieva R and Nafisi S. Effects of salt stress and synthetic hormone polystimuline K on photosynthetic activity of Trianea bogotersis. Turkish J. Bot. 1998; 22: 19-23.

18. Abdelkader AF, AronssonH and Sundqvist C. High salt stress induces swollen prothylakoids in dark-grown wheat and altered both prolamellar body conversion and reformation after irradiation. J. Exp. Bot. 2007; 58: 2553 - 2564.

19. Zaman B, Arshad A, Salim M and Khawer H, Growth of wheat affected by sodium chloride and sodium sulphate salinity. Pakistan J. biol. Sci. 2002; 5: 1313.

20. Abdelkader AF, Aronsson H and Sundqvist C. High salt-stress in wheat leaves (Triticum aestivum) causes retardation of chlorophyll accumulation due to a limited rate of protochlorophyllide formation. Physiol Plant. 2007; 130: 157-166.

21. Maathuis FJM  and  Amtmann A. K+ nutrition and Na+ toxicity: The basis of cellular K+/Na+ ratios Ann. Bot. 1999; 84: 123-133.

22. Amtmann A, Fischer M, Marsh EL, Stefanovic A, et al. The wheat cDNA LCT1 generates hyper sensitivity to sodium in a salt-sensitive yeast strain. Plant Physiology & Biochemistry (Paris). 2001; 126.

23. Uozumi N, Kim EJ, Rubio F, Yamaguchi T, et al. The Arabidopsis HKT1 gene homolog mediates inward Na+ currents in Xenopus laevis oocytes and Na+ uptake in Saccharomyces cerevisiae. Plant Physiol. 2000; 122: 1249-126.

24. Sakamoto A,  Murata A, Murata N. Metabolic engineering of rice leading to biosynthesis of glycinebetaine and tolerance to salt and cold. Plant Mol. Biol. 2004; 38: 1011-1019.

25. Sakamoto A and Murata N. The role of glycine betaine in the protection of plants from stress: clues from transgenic plants. Plant Cell Environ. 2002; 2: 163-171.

26. Schachtman DP, Tyerman SD and Terry BR. The K+/Na+ selectivity of a cation channel in the plasma membrane of root cells does not differ in salt-tolerant and salt-sensitive wheat species. Plant Physiol. 1991; 97: 598-605.

27. Mitsuya S, Takeoka Y and Miyake H. Effects of sodium chloride on foliar ultrastructure of sweet potato (Ipomoea batatas Lam.) plantlets grown under light and dark conditions in vitro. Plant Physiol. 2000; 157: 661-667.

28. Chinnusamy V, Jagendorf A and  Zhu JK. Understanding and improving salt tolerance in plants. Crop Science. 2005; 45: 437-448.

29. Valderrama R, Corpas FJ, Carreras A, Gomez-Rodriguez MV, et al. The dehydrogenase-mediated recycling of NADPH is a key antioxidant system against salt-induced oxidative stress in olive plants. Plant Cell & Environment. 2006; 29: 1449-1459.

30. Hu Y, Burucs Z and Schmidhalter U. Short-term effect of drought and salinity on growth and mineral elements in wheat seedlings. J. Plant Nutrition. 2006; 29: 2227-2243.

31. Cramer GR, Lauchli A and Epstein E. Effects of NaCl and CaCl2 on ion activities in complex nutrient solutions and root growth of cotton. Plant Physiol. 1986; 81: 792-797.

32. Sam O, Ramírez C, Coronado MJ, Testillano PS, et al. Changes in tomato leaves induced by NaCl stress: leaf organization and cell ultrastructure. Biol. Plant. 2003; 47: 361-366.

33. Hoagland DR and Arnon DI. The water culture method for growing plants without soil. California Agricultural Experiment Station Circular. Vol. 347. 1950; Berkeley: University of California.

34. Genty B, Briantais JM and Baker NR. The relationship between the quantum yield of photosynthetic electron transport and quenching of chlorophyll fluorescence. Biochim.  biophys. acta. 1989; 990: 87-92.

35. Brouers M and Michel MR Wolwertz. Estimation of protochlorophyll(ide) contents in plant extracts, re-evaluation of the molar absorption coefficient of protochlorophyllide. Photosynth Res. 1983; 4: 265.

36. Ranjbarfordoei A, Samson R and Van Damme P. Chlorophyll fluorescence performance of sweet almond [Prunus dulcis (Miller) D. Webb] in response to salinity stress induced by NaCl. Photosynthetica. 2006; 4: 513-522.

37. Srikanthbabu V, Kumar G, Krishnaprasad BT, Gopalakrishna R, et al. Identification of pea genotypes with enhanced thermotolerance using temperature induction response (TIR)technique. J. Plant Physiol. 2002; 159: 535-545.

 

38. Senthil-Kumar M, Srikanthbabu V, Mohan Raju B, Kumar G, et al. Screening of inbred lines to develop a thermotolerant sunflower hybrid using the temperature induction response (TIR) technique: a novel approach by exploiting residual variability. J Exp Bot. 2003; 54: 2569-2578.

39. Umezawa T, Shimizu K, Kato M and Ueda T. Enhancement of salt tolerance in soybean with NaC1 pre-treatment. Physiol. Plant. 2000; 110: 59-63

40. Amirjani MR, Sundqvist K and Sundqvist C. Protochlorophyllide and POR development in dark-grown plants with different proportions of short-wave length and long-wavelength protochlorophyllide spectral forms. Physiologia Plantarum. 2006; 128: 751-762.