سلول و بافت

چکیده هدف: هدف از این مطالعه بررسی اثر سینامیک‌اسید (CA) بر برخی خصوصیات فیزیولوژیکی و میزان تحمل‌به‌شوری گیاه‌تنباکو (Nicotiana rustica L.) می‌باشد.
مواد و روش‌ها: در این مطالعه قطعات جداکشت گیاه تنباکو رشد‌یافته در محیط MS به محیط‌های کشت MS حاوی سینامیک‌اسید (غلظت‌های 0، 5، 10 و 20 میلی‌گرم‌در‌لیتر) و نمک NaCl (غلظت‌های 0، 100 و 200 میلی‌مولار) منتقل‌گردید. پس از چهار هفته میزان فعالیت آنزیم فنیل‌آلانین‌آمونیالیاز (PAL) و تیروزین‌آمونیالیاز (TAL) ، میزان ترکیبات‌فنلی‌کل و پروتئین‌کل، میزان تجمع فلاونوئید، آنتوسیانین، ظرفیت‌آنتی‌اکسیدانی‌کل، هیدروژن‌پراکسید (H₂O₂)، میزان پتاسیم، سدیم و پرولین اندازه گیری شد..
نتایج: نتایج نشان‌داد در اثر تیمار گیاهان با CA میزان فعالیت آنزیم  PAL (غلظت‌های 5و10 میلی‌گرم‌در‌لیتر CA به ترتیب 25 و 27 درصد افزایش در میزان فعالیت این آنزیم نسبت به گیاهان شوری 100 میلی‌مولار بدون CA نشان دادند) و TAL (در شوری 200 میلی‌مولار، غلظت 5 میلی‌گرم‌در‌لیتر CA باعث افزایش 20درصدی میزان فعالیت آنزیم‌TAL نسبت به گیاهان شوری 200 میلی‌مولار بدون CA شده‌اند)، میزان ترکیبات‌فنلی‌کل و پروتئین‌کل نیز نسبت به گیاهان شاهد افزایش‌یافت. تیمار CA باعث افزایش میزان تجمع فلاونوئید، آنتوسیانین و پرولین و نیز میزان پتاسیم و ظرفیت‌آنتی‌اکسیدانی‌کل نسبت به گیاهان شاهد گردید. اما میزان سدیم و H₂O₂ در نتیجه تیمار CA در مقایسه با گیاهان شاهد کاهش‌یافت.
نتیجه‌گیری: می‌توان احتمال داد که CA با افزایش میزان ترکیبات‌فنلی‌کل و نیز پرولین در شرایط تنش‌شوری موجب افزایش تحمل به شوری گیاه تنباکو می شود.
 

چکیده هدف: هدف این مطالعه بررسی ارتباط بین IAA و برخی از شاخص‫های بیوشیمایی و فیزیولوژیکی به‫منظور تحمل به تنش شوری است.
مواد و روش‌ها: بذرها‫ی استریل تنباکو در محیط کشت MS کشت شدند. گیاه‫چه‌های تنباکو ((Nicotiana plumbaginifolia تکثیر شده در شرایط کشت بافت به‫مدت 4 هفته تحت تیمار  IAA  (ا میلی گرم در لیتر) و شوری (0، 100 و 200 میلی مولار) قرار گرفتند و بعد از 4 هفته برخی از شاخص‫های فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی نظیر کلروفیل، H₂O₂، پرولین، پروتئین، کربوهیدرات و آنتی‫اکسیدانت‫های آنزیمی اندازه گیری شدند.
نتایج: در تنش شوری افزایش H₂O₂ ،پرولین، آنتی اکسیدانت‌هایی مانند کاتالاز، سوپراکسید دیسموتاز و آسکوربات پراکسیداز  و بر عکس کاهش رنگیزه‌های فتوسنتزی‫،کربوهیدرات کربن و پروتئین کل مشاهده شد. در گیاه‫چه‌های تحت تنش شوری، تیمار اکسین باعث افزایش میزان پرولین و  H₂O₂ شد. کاهش رنگیزه‌های فتوسنتزی و کربوهیدرات محلول و آنزیم‌هایی مانند سوپراکسیددیسموتاز و آسکوربات پراکسیداز و پروتئین کل شد. اما میزان کاتالاز در حضور تیمار اکسین افزایش یافت. 
 نتیجه‌گیری: تیمار اکسین در گیاه‫چه‌های تنباکو به تغییر برخی از شاخص‫های فیزیولوژیکی بهبود تحمل تنش شوری را نشان می‫دهد.  
 

چکیده هدف: طراحی و تهیه سازه ژنی مناسب و انتقال آن به گیاه توتون و بررسی گیاهان تراریخت حاصله بوده است.
مواد و روش‌ها: سازه اختصاصی بذر حاوی پیشبرنده Napin، توالی Ω ، ژن GUS و توالی SAR در پلاسمید pBI121 طراحی و تهیه و در باکتری E. coli تکثیر شد. ریزنمونه‌های برگی توتون با آگروباکتریوم سویه LBA4404 به‫روش استاندارد تلقیح شدند. گزینش جوانه‌های باززایی شده در محیط انتخابی (شامل MS، mg/l  1/0 NAA،  mg/l3 BAP ،mg/L 25 کانامایسین، mg/L 200 سفوتاکسیم) انجام شد. آنالیز گیاهان تراریخت با PCR، RT-PCR و آزمون هیستوشیمیایی انجام شد.
نتایج: بررسی مولکولی گیاهان باززایی شده با PCR و آغازگرهای اختصاصی ژن‌های nptII و GUS نشان‌دهنده انتقال این ژن‌ها به گیاه‫چه‌های باززایی شده بود. نتایج RT-PCR نشان داد که نسخه‌برداری از ژن nptII در هر دو بافت برگ و بذر صورت می‌گیرد در حالیکه نسخه‌برداری از ژن GUS تنها در بذر صورت می‌گیرد. با توجه به اینکه پیشبرنده NOS (کنترل‌کننده ژن nptII) عمومی و Napin (کنترل‌کننده ژن GUS) یک پیشبرنده اختصاصی بذر می‌باشد، این نتیجه مورد انتظار بود. در نهایت با استفاده از SDS-PAGE و آزمون هیستوشیمیایی، تولید و فعالیت آنزیم بتا-گلوکورونیداز در بذر گیاهان تراریخت تائید شد.
نتیجه‌گیری: نتایج مناسب بودن سازه ژنی طراحی شده را نشان داد، چرا که پیشبرنده Napin به خوبی موجب بیان اختصاصی ژن GUS در بذر شده و توالی امگا نیز در افزایش بیان تراژن موثر بوده است. در ادامه کار می‌توان این سازه را با جایگزینی ژن‌های ارزشمند با ژن  GUSبرای تولید پروتئینهای نوترکیب استفاده نمود.

چکیده هدف: حرکت آب از عرض غشاهای سلولی با حضور پروتئین‌هایی بنام ‌کانال آبی یا آکواپورین تسهیل می‌شود. کانال‌‌های آبی غشاپلاسمایی گیاهان به دو گروه PIP1s و PIP2s تقسیم می‌شوند که فعالیت انتقال آب متفاوتی را نشان می‌دهند به طوری که PIP1s غیرفعال بوده، در حالیکه PIP2s افزایش قابل توجهی را در ضریب نفوذپذیری آبی اسموتیک غشاء (p _f) موجب می‌شود. این تفاوت در فعالیت انتقال آب آن‌ها می‌تواند ناشی از مکان متفاوت آن‌ها در سلول باشد. هدف از این تحقیق بررسی مکان درون سلولی دو کانال آبی NtPIP1;1 (عضو گروه PIP1s) و NtPIP2;1 (عضو گروه PIP2s) در سلول‌های زنده مزوفیل برگ گیاه توتون است. 
مواد و روش‌ها: در این مطالعه تجربی توالی cDNA دو کانال آبی به توالی ژن کد کننده پروتئین فلورسانت سبز (GFP) متصل گردید و به طور موقتی در پروتوپلاست‌های تهیه شده از مزوفیل برگ توتون بیان شدند. سپس با استفاده از طول موج برانگیختگی نور آبی مکان درون سلولی این دو کانال آبی در زیر میکروسکوپ فلورسانس بررسی شد.
نتایج: نتایج نشان داد که NtPIP1;1 در ساختارهای غشایی داخل سلول باقی مانده در حالی‏که NtPIP2;1 به غشا پلاسمایی منتقل می‌شود. بیان همزمان وکتور‌های حامل توالی NtPIP1;1-GFp و HDEL-YFp (نشانگر شبکه اندوپلاسمی متصل به پروتئین با فلورسانس زرد) در پروتوپلاست‌ها نشان داد که NtPIP1;1 در مکان‌هایی مشابه با HDEL (لیزین- آسپارتیک اسید- گلوتامیک اسید-لوسین) در سلول قرار می‌گیرد.
نتیجه گیری: کانال آبی NtPIP2;1 به غشاء پلاسمایی سلول مستقر شده در حالی‏که NtPIP1;1 در داخل شبکه آندوپلاسمی باقی مانده و به غشا پلاسمایی منتقل نمی‌شود و به همین دلیل فاقد فعالیت انتقال آب است.
 
 

چکیده هدف: گیاه توتون  (Nicotiana tabacum L.)حاوی مقدار زیادی آلکالوئید نیکوتین است که برای سلامتی انسان مضر است. دست‌ورزی‏های ژنتیکی از جمله انتقال ژن‌های مسدود کننده مسیر بیوسنتز نیکوتین، القاء موتاسیون، ایجاد تغییرات سوماکلونال و انتقال  T-DNA به منظور القاء تغییرات مناسب ژنتیکی برای کاهش بیان آنزیم‌های کلیدی مسیر تولید نیکوتین می‌تواند موجب تغییر در میزان نیکوتین در این گیاه گردد، لذا این تحقیق با هدف بررسی تغییرات نیکوتین در گیاهان توتون جهش یافته با T-DNA طراحی و انجام گرفت.
مواد و روش‌ها: در مطالعه حاضر گیاهان جهش‌ یافته  K4حاوی (T-DNA)، گیاهان حاوی Ri-TDNA، گیاهان باززائی شده از برگ و گیاهان طبیعی روی محیط کشت  MSحاوی آنتی‌بیوتیک کانامایسین تکثیر یافتند. سپس برگ‌های گیاهان جهش‌یافته و طبیعی جداگانه خشک و آسیاب شدند. عصاره استخراج شده توسط هگزان از بافت برگ، توسط TLC و GC از نظر کیفی و کمی مورد ارزیابی قرار گرفت.
نتایج: آنالیز عصاره‌‌های حاصله کاهش میزان نیکوتین در گیاه جهش‌یافته K4 و افزایش آن را در گیاهان باززایی شده و جهش یافته Ri-TDNA نسبت به گیاهان طبیعی مادری نشان دادند.
نتیجه گیری: احتمالاً تغییر در میزان نیکوتین در گیاهان جهش‌یافته و باززائی شده به خاطر فعال‌سازی ژن‌های آنزیم‌های کلیدی مسیر بیوسنتز آلکالوئید نیکوتین در مورد گیاه جهش‌یافته حاوی Ri-TDNA و بالعکس خاموش شدن و یا کاهش بیان این ژن‌ها در گیاه جهش یافته  K4 (حاوی T-DNA) می باشند.
 

چکیده هدف: حرکت آب از عرض غشاءهای سلولی در اثر حضور کانال‌های آبی به نام آکواپورین‌ها (AQPs) تسهیل می‌شود. ترکیبات جیوه یکی از بازدارنده‌های قوی آکواپورین‌های گیاهی و جانوری می‌باشند.  به هر حال چندین فرم مشابه از آکواپورین‌ها مانند NtAQP1 در گیاه توتون توسط جیوه ممانعت نمی‌شوند. هدف از این تحقیق بررسی حساسیت آکواپورین NtPIP2;1 جداسازی شده از توتون نسبت به جیوه است.
مواد و روش‌ها: در این مطالعه تجربی پس از سنتز cRNA  مربوط به NtPIP2;1، تزریق آن به داخل اووسیت‌های زنوپوس توسط میکرواینجکشن صورت گرفت. پس از دو روز انکوبه کردن اووسیت‌ها، آنها به مدت 10 دقیقه در معرض 1 میلی‌مولار کلرور جیوه قرار گرفته،  سپس آزمون انبساط حجم اووسیت در محیط هیپوتونیک انجام و ضریب نفوذپذیری غشاء ( Pf) اووسیت تعیین شد.
نتایج: Pf محاسبه شده برای اووسیت‌های گروه کنترل و تیمار شده با کلرور جیوه که هر دو آکواپورین NtPIP2;1 را بیان می‌کنند به ترتیب برابر با ^2-10×99/0 و^2-10×98/0 سانتیمتر بر ثانیه بود که تفاوت معنی‌داری  با یکدیگر نشان ندادند(p>0.05). مقایسه توالی اسید آمینه آکواپورین NtPIP2;1 با NtAQP1 (غیرحساس به جیوه) نشان داد که NtPIP2;1 همانند NtAQP1 در نزدیک منفذ آبی دارای اسید‌ آمینه ترئونین به جای سیستئین می‌باشد.
نتیجه‌ گیری: NtPIP2;1 یک آکواپورین غیر حساس به جیوه را در گیاه توتون کدگذاری می‌کند و این به دلیل جایگزینی اسیدآمینه سیستئین در نزدیک منفذ آبی با ترئونین می‌باشد.