بررسی اثر تنش دمای پایین بر عملکرد فتوسیستم II در جلبک Dunaliella salina با استفاده از کینتیک فلوئورسنس کلروفیل

نوع مقاله: علمی - پژوهشی

چکیده

هدف: با توجه به اینکه در گیاهان و جلبک ها اولین محل تاثیر تنش سرما در فتوسیستم II هنوز بطور کامل مشخص نیست لذا در این تحقیق اثر دمای پایین (8 درجه سانتی گراد) بر فعالیت بخش های مختلف فتوسیستم II گونه D.salina به عنوان مدل سیستم گیاهی با استفاده از کینتیک فلوئورسنس کلروفیل a بررسی شد. مواد و روش ها: در این تحقیق از جلبک سبز تک سلولی گونه D.salina سویه UTEX 200 استفاده گردید. این جلبک در دماهای 8 و 25 درجه سانتی گراد در غلظت 1 مولار NaCl در سه تکرار کشت داده شد. سپس پارامترهای مربوط به فلوئورسنس کلروفیل a در زمان های مختلف پس از تنش سرما اندازه گیری شدند. نتایج: نتایج نشان داد که در دمای 8 درجه سانتی گراد میزان شاخص های FV/ Fo، jPo، yo، jEo، jRo و PIABS در گونه D.salina در مقایسه با شاهد (25 درجه سانتی گراد) کاهش یافت. در حالی که میزان شاخص های jDo و ABS/ RC افزایش نشان داد. نتیجه گیری: با توجه به نتایج به نظر می رسد، کاهش کارایی کمپلکس تجزیه آب در اثر کاهش دما، احتمالا نقش عمده ای در کاهش میزان انتقال الکترون به پذیرنده های الکترون فتوسیستم II دارد و به ایجاد اختلال در فعالیت زنجیره انتقال الکترون فتوسیستم II منجر می شود. تنش سرما با تاثیر بر کمپلکس تجزیه آب باعث کاهش میزان انتقال الکترون به فئوفایتین QA و پس از آن، انتقال الکترون از QA به QB، مخزن پلاستوکوئینون و در نهایت احیای پذیرنده های نهایی در سمت پذیرنده فتوسیستم I می شود. به طور کلی می توان گفت، کمپلکس تجزیه آب اولین بخش در فتوسیستم II سلول های جلبک D.salina است که تحت تاثیر تنش سرما قرار می گیرد.

کلیدواژه‌ها


مقدمه

دمای پایین، یک عامل تنش‌زا در محیط پیرامون گیاهان است که می‌تواند سرعت فرآیند‌های بیوشیمیایی سلول‌ها را به صورت متفاوتی تحت تاثیر قرار دهد و در نتیجه به ایجاد عدم تعادل در فرآیند‌های اصلی مسیر‌های متابولیک منجر شود (1). فتوسنتز جزو اولین فرآیند‌هایی است که در گیاهان عالی و جلبک‌های سبز تحت تاثیر دمای پایین قرار می‌گیرد (2). تنش سرما با تاثیر بر بخش‌های مختلف دستگاه فتوسنتز، از جمله تنظیم قطر منافذ روزنه‌ها، سنتز رنگیزه‌های فتوسنتزی، فعالیت فتوسیستم‌های I و II و همچنین فعالیت آنزیم‌های سیکل کالوین، تثبیت CO2 در فرآیند فتوسنتز را با مشکل مواجه ساخته و فعالیت فرآیند فتوسنتز را کاهش می‌دهد (1، 3، 4 و 5). اولین بخش در دستگاه فتوسنتزی که به دمای پایین عکس العمل نشان می‌دهد، فتوسیستم II است (6). تنش سرما با کند کردن سرعت جایگزینی پروتئین D1 به داخل مرکز واکنش فتوسیستم II روند ترمیم آن را با مشکل مواجه می‌سازد و در نتیجه بازده کوانتومی (Quantum yield) فتوسیستم II کاهش می‌یابد. این عمل می‌تواند از طریق ایجاد تغییراتی در بیان ژن psbA که پروتئین D1 را کد می‌کند و یا از طریق اثر مستقیم دما بر غشا‌های تیلاکوئیدی صورت گیرد (5).

موجودات فتوسنتز‌کننده با استفاده از مکانیسم‌های سازشی به سیستم‌های فتوشیمیایی و بیوشیمیایی خود اجازه تطبیق با شرایط تنش‌زا را می‌دهند (7). فتوسیستم II نقش مهمی را در پاسخ‌های فتوسنتزی گیاهان به تنش‌های محیطی ایفا می‌کند. بسیاری از تنش‌های غیر زنده از جمله تنش سرما با تغییر در کینتیک فلوئورسنس کلروفیل a، فعالیت فتوسنتزی را تحت تاثیر قرار می‌دهند. شرایط تنشی می‌تواند سبب تغییر خصوصیات و میزان فلوئورسنس کلروفیل a شود. آنالیز تغییرات کینتیک فلوئورسنس کلروفیل a اطلاعات مهمی را در مورد ساختار و اعمال دستگاه فتوسنتزی مخصوصا فتوسیستم II فراهم می‌کند و می‌تواند بیانگر بسیاری از اتفاقات فیزیولوژیک باشد که گیاه در شرایط تنشی با آنها مواجه است (8، 9 و 10). اگرچه مشخص شده است که دمای پایین تاثیر منفی بر فتوسیستم II دستگاه فتوسنتزی دارد، اما هنوز توافقی برای اولین محل آسیب دیده در فتوسیستم II تحت تنش سرما وجود ندارد. با توجه به حساسیت بالای این بخش از دستگاه فتوسنتزی به تنش سرما می‌توان با استفاده از روش OJIP-test شاخص‌های مربوط به کینتیک فلوئورسنس کلروفیل a در فتوسیستم II را در زمانی کوتاه بررسی کرد.

با در نظر گرفتن این موضوع که بررسی اثر تنش سرما بر روی فتوسیستم II کلروپلاست گیاهان به دلیل پر سلولی بودن آنها با مشکلاتی مواجه است، می‌توان از جلبک‌های سبز تک سلولی مانند کلامیدوموناس و یا Dunaliella به عنوان مدل سیستم گیاهی استفاده کرد (11). جلبک Dunaliella به دلیل نداشتن دیواره سلولی در اطراف خود و خصوصیات منحصر به فردی که با تولید فرآورده‌هایی نظیر کاروتنوئید‌ها و گلیسرول برای تحمل شرایط نامساعد محیطی از خود نشان می‌دهد، به عنوان مدل سیستم گیاهی مطرح بوده و مطالعات بسیاری بر روی این جلبک تحت شرایط تنش‌زای شوری و شدت نور بالا بر فیزیولوژی، سنتز بتاکاروتن وگلیسرول انجام گرفته است (12و13). با این وجود مطالعات اندکی بر روی جلبک Dunaliella تحت تاثیر تنش سرما صورت گرفته است. برخی مطالعات انجام شده نشان داده است که تحت تاثیر تنش سرما، سرعت فرآیندهای فتوسنتز و تنفس و همچنین محتوای کلروفیل جلبک Dunaliella به علت آسیب اکسیداتیو کاهش یافته، در حالی که در اثر کاهش دما، سنتز ترکیبات آنتی‌اکسیدان مانند گلوتاتیون و آسکوربات در این جلبک افزایش می‌یابد (14و 15). با توجه به این که محل دقیق اثر تنش سرما بر فتوسیستم II جلبک Dunaliella مشخص نیست، بررسی اثر تنش سرما بر فعالیت بخش‌های مختلف فتوسیستم II جلبک Dunaliella و همچنین مشخص نمودن محل تأثیر تنش سرما در این فتوسیستم با استفاده از شاخص‌های مربوط به فلوئورسنس کلروفیل a و روش OJIP-test به عنوان موضوع این تحقیق در نظر گرفته شد تا بتوان از نتایج آن برای مطالعات دقیق‌تر و تعمیم آن به گیاهان در علم کشاورزی استفاده کرد.

 

مواد و روش‌ها

تهیه سوسپانسیون جلبکی برای بررسی اثر تنش سرما بر جلبک D.salina: گونه D. salina سویه UTEX 200 از مجموعه دانشگاه تگزاس آمریکا تهیه گردید. تلقیح گونه مورد نظر در ارلن‌های حاوی 100 میلی‌لیتر محیط کشت اصلاح شده جانسون (16) با سه تکرار برای هر آزمایش، با غلظت یک مولار NaCl و اسیدیته 7 تا 5/7، به صورتی انجام شد که تعداد سلول‌ها در هر ارلن تقریباً 104×300 در هر میلی‌لیتر از سوسپانسیون جلبکی باشد. سپس برای بررسی اثر تنش سرما بر جلبک D.salina، سوسپانسیون‌های تهیه شده در دمای 8 درجه سانتی گراد (در اتاقک کشت) و 25 درجه سانتی‏گراد در اتاق کشت و در شدت نور 100 میکرو‌مول فوتون بر متر مربع بر ثانیه به مدت 16 ساعت نور و 8 ساعت تاریکی بر روی شیکر (Heidolph UNIMAX 2010) با سرعت 96 دور در دقیقه قرار گرفتند.

 

اندازه‌گیری کینتیک فلوئورسنس کلروفیل :a برای بررسی اثر دمای پایین بر فتوسیستم II جلبک D. salina از اطلاعات حاصل از کینتیک فلوئورسنس کلروفیل a که از نوردهی نمونه‌های سازگار شده به تاریکی منتشر می‌شود، استفاده شد. به این منظور، نمونه برداری از سوسپانسیون‌های جلبکی بلافاصله پس از انتقال به دماهای 8 و 25 درجه سانتی‏گراد به عنوان زمان صفر و پس از آن در زمان های 2، 4، 8، 12، 24، 36، 48، 60، 72 و 96 ساعت پس ازشروع آزمایش در شرایط کاملا       استریل و یکسان صورت گرفت. برای اندازه‌گیری فلوئورسنس کلروفیل a در زمان‌های ذکر شده، یک میلی‌لیتر از                        محلول نمونه‌برداری شده به شیشه مخصوص اندازه‌گیری فلوئورسنس منتقل شد و سپس شیشه‌ها به مدت 10 دقیقه     در تاریکی و در دمای مربوط به هر نمونه، به منظور جلوگیری    از تغییر درجه حرارت نمونه‌ها در مدت زمان اندازه‌گیری فلوئورسنس کلروفیل a، نگهداری شدند. انتشار         فلوئورسنس کلروفیل a  با استفاده از دستگاه Handy PEA (Plant Efficiency Analyser, Hansatech, UK) در یک اتاقک کاملا تاریک ثبت گردید. اطلاعات اولیه حاصل              از کینتیک فلوئورسنس (مانند Fo، FM، FJ)، با                استفاده از JIP-test به شاخص‌های بیوفیزیکی                (مانند ABS/RC، FV/Fo، φPo، φEo، ψo، φRo، φDo و PIABS که تعاریف آنها در جدول 1 ذکر شده است) تبدیل شده و در نهایت با استفاده از نرم افزار HP4 Boilyzer، شاخص‌های ذکر شده برای تعیین محل اثر تنش سرما بر فتوسیستم II بررسی گردید و نمودار‌های مربوط به آنها رسم شد. کلیه آزمایش‏ها در سه تکرار انجام و مقایسه میانگین‏ها با استفاده از روش Repeated Measurement انجام گردید.

 

 

جدول 1: خلاصه ای از شاخص‌های JIP-test، حاصل از اطلاعات اولیه استخراج شده از کینتیک فلوئورسنس

شاخص‌های اولیه کینتیک فلوئرسنس کلروفیل a

 

نور فلوئورسنس در sµ 50

Fo

نور فلوئورسنس در sµ 150

F150

نور فلوئورسنس در sµ 300

F300

نور فلوئورسنس در سطح J (در ms2)

FJ

حداکثر نور فلوئورسنس

FM

 

شاخص‌های بیوفیزیکی حاصل از OJIP-test

کارایی کمپلکس تجزیه آب در سمت دهنده فتوسیستمII

FV/Fo

انتقال الکترون به فئوفایتین و QA در فتوسیستم II

φPo

میزان انتقال الکترون در زنجیره انتقال الکترون فتوسیستم II

φEo

انتقال الکترون از QA به QB در فتوسیستم II

ψo

میزان احیای پذیرنده‌های انتهایی در سمت پذیرنده الکترون فتوسیستم I

φRo

میزان اتلاف انرژی به صورت انرژی گرمایی

φDo

میزان کل جذب نور توسط کلروفیل‌های آنتن نسبت به مراکز واکنش فعال

ABS/RC

شاخص کارایی

PIABS

 


نتایج

بررسی اثر تنش سرما بر کارایی کمپلکس تجزیه آب در سمت دهنده فتوسیستم II (FV/Fo) جلبک D.salina

مقایسه روند تغییرات شاخص FV/Fo (کارایی کمپلکس تجزیه آب در سمت دهنده فتوسیستم II) در دماهای 8 و 25 درجه سانتی‏گراد نشان می‌دهد که تیمار سرما باعث کاهش یافتن میزان کارایی کمپلکس تجزیه آب در جلبک D.salina می‌شود. کاهش میزان شاخص FV/Fo بلافاصله پس از اعمال تیمار سرما آغاز شده و تا پایان آزمایش ادامه دارد (شکل 1).

بررسی اثر تنش سرما بر انتقال الکترون به فئوفایتین و QA در فتوسیستم II Po) جلبک D.salina

مقایسه میزان شاخص φPo (انتقال الکترون به فئوفایتین و QA در فتوسیستم II) در دماهای 8 و 25 درجه سانتی‏گراد نشان می‌دهد که با کاهش دما از 25 به 8 درجه سانتی گراد، میزان انتقال الکترون به فئوفایتین و QA در جلبک D.salina نیز کاهش می‌یابد. کاهش ایجاد شده در اثر سرما در میزان انتقال الکترون در این بخش از فتوسیستم II جلبک D.salina تا پایان آزمایش ادامه دارد (شکل 2).

 

 

 

شکل 1: اثر درجه حرارت‌های 8 و 25 درجه سانتی گراد بر کارایی کمپلکس تجزیه آب در سمت دهنده فتوسیستم II (FV/Fo) گونه D.salina. مقادیر میانگین سه تکرار ± SE است.

 

 

 

شکل 2: اثر درجه حرارت‌های 8 و 25 درجه سانتی گراد بر انتقال الکترون به فئوفایتین و QA در فتوسیستم II Po) گونه D.salina. مقادیر میانگین سه تکرار ± SE است.

 

 

بررسی اثر تنش سرما بر انتقال الکترون از QA به QB در فتوسیستم II (ψo) جلبک D.salina

مقایسه میزان شاخص ψo ( انتقال الکترون از QA به QB در فتوسیستم II) در نمونه‌های شاهد (25 درجه سانتی گراد) و نمونه‌های تحت تیمار سرما (8 درجه سانتی‏گراد) جلبکD. salina نشان می‌دهد که میزان انتقال الکترون از QA به QB، به خصوص در ساعات پایانی آزمایش، در نمونه‌های تحت تیمار سرما کمتر از میزان آن در نمونه‌های شاهد است (شکل 3).

بررسی اثر تنش سرما بر میزان انتقال الکترون در زنجیره انتقال الکترون فتوسیستم II Eo) جلبک D. salina

در جلبک D.salina با کاهش دما از 25 به 8 درجه سانتی‏گراد میزان شاخص φEo (میزان انتقال الکترون در زنجیره انتقال الکترون فتوسیستم II) کاهش می‌یابد. روند کاهش میزان شاخص φEo بلافاصله پس از اعمال تیمار سرما آغاز شده و تا پایان آزمایش ادامه دارد (شکل 4).


 

شکل 3: اثر درجه حرارت‌های 8 و 25 درجه سانتی گراد بر انتقال الکترون از QAبه QB در فتوسیستم II (ψo) گونه D.salina. مقادیر میانگین سه تکرار ± SE است.

 

 

 

شکل 4: اثر درجه حرارت‌های 8 و 25 درجه سانتی گراد بر انتقال الکترون در زنجیره انتقال الکترون فتوسیستم II Eo) گونه D.salina. مقادیر میانگین سه تکرار ± SE است.


 

 

بررسی اثر تنش سرما بر میزان احیای پذیرنده‌های انتهایی در سمت پذیرنده الکترون فتوسیستم I (φRo) جلبک D. salina

مقایسه روند تغییرات شاخص φRo (میزان احیای پذیرنده‌های انتهایی در سمت پذیرنده الکترون فتوسیستم I) جلبکD. salina در دماهای 8 و 25 درجه سانتی‏گراد نشان می‌دهد که بلافاصله پس از کاهش دما میزان احیای پذیرنده‌های انتهایی در سمت پذیرنده الکترون فتوسیستم I در نمونه‌های تحت تیمار سرما نسبت به نمونه‌های شاهد کاهش یافته است. روند کاهشی شاخص φRo تا ساعات پایانی آزمایش ادامه دارد (شکل 5).

بررسی اثر تنش سرما بر میزان اتلاف انرژی Do) در جلبک D. salina

نتایج نشان می‌دهد که در اثر کاهش دما میزان اتلاف انرژی در نمونه‌های تحت تیمار جلبک D.salina افزایش می‌یابد، در حالی که تفاوت چندانی در میزان اتلاف انرژی در نمونه‌های شاهد این جلبک مشاهده نمی‌شود (شکل 6).

 

 

 

شکل 5: اثر درجه حرارت‌های 8 و 25 درجه سانتی گراد میزان احیای پذیرنده‌های انتهایی در سمت پذیرنده الکترون فتوسیستم I Ro) گونه          D. salina. مقادیر میانگین سه تکرار ± SE است.

 

 

 

شکل 6: اثر درجه حرارت‌های 8 و 25 درجه سانتی گراد بر میزان اتلاف انرژی Do) گونه D.salina. مقادیر میانگین سه تکرار ± SE  است.

 

 

 

بررسی اثر تنش سرما بر میزان کل جذب نور توسط کلروفیل‌های آنتن نسبت به مراکز واکنش فعال (ABS/RC) در جلبک D.salina

مقایسه روند تغییرات میزان شاخص ABS/RC (جذب نور توسط کلروفیل‌های آنتن نسبت به مراکز واکنش فعال فتوسیستم II) جلبک D.salina در دماهای 25 و 8 درجه سانتی‏گراد نشان می‌دهد که کاهش دما باعث افزایش میزان جذب نور توسط کلروفیل‌های آنتن نسبت به مراکز واکنش فعال نمونه‌های تحت تیمار جلبک D.salina نسبت به نمونه‌های شاهد شده است. افزایش میزان شاخص ABS/RC در نمونه‌های تحت تیمار سرما درمقایسه با نمونه‌های شاهد در ساعات پایانی آزمایش کاملا مشخص است (شکل 7).

 

بررسی اثر تنش سرما بر شاخص کارایی (PIABS) جلبک D. salina

بررسی روند تغییرات شاخص PIABS (شاخص کارایی) در جلبک D.salina نشان می‌دهد که بلافاصله پس از کاهش دما، شاخص کارایی در نمونه‌های تحت تیمار سرما کاهش می‌یابد و روند کاهش این شاخص تا لحظه پایان آزمایش ادامه دارد. در حالی که شاخص کارایی در نمونه‌های شاهد این جلبک در طول مدت آزمایش روند افزایشی در پیش می‌گیرد (شکل 8).

 

 

 

شکل 7: اثر درجه حرارت‌های 8 و 25 درجه سانتی گراد بر میزان کل جذب نور توسط کلروفیل‌های آنتن نسبت به مراکز واکنش فعال (ABS/RC) گونه D.salina. مقادیر میانگین سه تکرار ± SE است.

 

 

شکل 8: اثر درجه حرارت‌های 8 و 25 درجه سانتی گراد بر شاخص کارایی (PIABS) گونه D.salina. مقادیر میانگین سه تکرار ± SE است.

 

 

 


بحث

مرکز واکنش فتوسیستم II از دو پروتئین D1 و D2 تشکیل شده که به صورت یک کمپلکس هترودیمر به P680، فئوفایتین، دو مولکول کوئینون (QA و QB) و کمپلکس تجزیه آب متصل است (17). مسیر انتقال الکترون در فتوسیستم II به این صورت است: پس از اینکه مولکول P680 انرژی نورانی را از مولکول‌های آنتن دریافت کرد، به شکل برانگیخته تبدیل شده و با انتقال الکترون به فئوفایتین به سرعت اکسید می‌شود. فئوفایتین نیز الکترون دریافتی را به QA منتقل کرده و پس از آن الکترون به ترتیب از QA به QB و در نهایت به پلاستوکوئینون منتقل می‌شود و پس از احیاء کامل مخزن پلاستوکوئینون، به واسطه کمپلکس سیتوکروم b6f و پلاستوسیانین به فتوسیستم I انتقال می‌یابد. جهت ادامه انتقال الکترون در فتوسیستم II،کمبود الکترون در +P680 از طریق الکترون‌های حاصل از اکسایش آب که توسط کمپلکس تجزیه آب فراهم می‌گردند، جبران می‌شود. با توجه به اینکه کمپلکس تجزیه آب یکی از حساس‌ترین بخش‌ها در زنجیره انتقال الکترون فتوسیستم II محسوب می‌شود، کاهش کارایی این بخش می‌تواند به اختلال در سیستم انتقال الکترون فتوسنتزی منجر گردد (18). بررسی کلی نتایج حاصل از اثر تنش سرما بر کینتیک کلروفیل a در گونه D.salina نشان می‌دهد که کاهش دما از 25 به 8 درجه سانتی‏گراد منجر به کاهش کارایی کمپلکس تجزیه کننده آب در نمونه‌های تحت تیمار سرما نسبت به نمونه‌های شاهد در این گونه جلبکی شده است (شکل 1). همچنین میزان انتقال الکترون به فئوفایتین و QA (شکل 2) و پس از آن، انتقال الکترون از QA به QB (شکل 3) و در نهایت احیای پذیرنده‌های نهایی در سمت پذیرنده فتوسیستم I (شکل 5) تحت تاثیر تنش سرما در جلبک        D.salina کاهش می‌یابد. با توجه به این نتایج می‌توان گفت، کاهش کارایی کمپلکس تجزیه آب در اثر کاهش دما از 25 به 8 درجه سانتی‏گراد احتمالاً در کاهش میزان انتقال الکترون به پذیرنده‌های الکترون فتوسیستم II نقش دارد. آسیب پروتئین D1 در مرکز واکنش فتوسیستم II به دلیل کاهش دما و همچنین کند شدن سرعت جایگزینی پروتئین D1 به داخل مرکز واکنش فتوسیستم II تحت این شرایط، روند ترمیم فتوسیستم II را با مشکل مواجه ساخته است که این امر می‌تواند در کاهش کارایی کمپلکس تجزیه آب (FV/Fo) و در نتیجه اختلال در فعالیت زنجیره انتقال الکترون فتوسیستم II (φEo) (شکل 4) دخالت داشته باشد (5).

با توجه به این که در دمای پایین، جذب نور توسط کلروفیل‌ها تحت تاثیر قرار نمی‌گیرد و حتی کلروفیل‌های آنتن در مراکز واکنش غیر فعال نیز جذب فوتو‌ن‌های نوری را همچنان در دمای پایین ادامه می‌دهند (19و20)، افزایش میزان شاخص ABS/RC (جذب توسط کلروفیل‌های آنتن نسبت به مراکز واکنش فعال) در نمونه‌های تحت تیمار جلبک D.salina در مقایسه با نمونه‌های شاهد (شکل 7) می‌تواند به علت تاثیر منفی دمای پایین بر مراکز واکنش فتوسیستم II باشد که باعث افزایش تراکم مراکز واکنش غیر فعال در این فتوسیستم شده است. هنگامی که تراکم مراکز واکنش فعال کاهش یابد، درصد تبدیل انرژی نوری جذب شده به انرژی برانگیختگی که در اثر برانگیخته شدن کلروفیل a در مراکز واکنش فعال فتوسیستم II به دام می‌افتد نیز کاهش می‌یابد (21). در اثر کاهش میزان انرژی به دام افتاده توسط مراکز واکنش، میزان انرژی که به درون زنجیره انتقال الکترون منتقل می‌شود کاهش یافته و در نتیجه انرژی لازم برای احیای پذیرنده‌های الکترون در مسیر زنجیره انتقال الکترون فتوسیستم II به خوبی فراهم نمی‌شود که این امر به نوبه خود به کاهش فعالیت زنجیره انتقال الکترون فتوسیستم II (φEo) منجر می‌شود. از طرفی کاهش میزان انرژی به دام افتاده در اثر غیر فعال شدن مراکز واکنش فتوسیستم II تحت تیمار سرما، می‌تواند میزان اتلاف انرژی به صورت انرژی گرمایی را افزایش دهد (22). افزایش میزان شاخص φDo (شکل 6) در نمونه‌های جلبکی D.salina که در این تحقیق در اثر کاهش دما از 25 به 8 درجه سانتی گراد مشاهده شد، می‌تواند موید این امر باشد.

Strasser و همکارانش (9) شاخصی تحت عنوان شاخص کارایی (PIABS) معرفی کرده‌اند که روند کلی عملکرد فتوسیستم II را نشان می‌دهد و به عنوان شاخص کارایی فتوسیستم II در بسیاری از مطالعات مورد استفاده قرار گرفته است. تاثیر منفی کاهش دما بر مراکز واکنش فعال فتوسیستم II و کارایی کمپلکس تجزیه آب که نقش اصلی را در فراهم کردن انرژی لازم برای فرآیند‌های فتوشیمیایی اولیه دارند و همچنین کاهش میزان جریان انتقال الکترون در زنجیره انتقال الکترون فتوسیستم II جلبک D.salina که در اثر کاهش دما ایجاد می‌شود می‌تواند دلیلی بر کاهش شاخص کارایی فتوسیستم II این جلبک در دمای پایین باشد. به نظر می‌رسد،کاهش فعالیت فتوسیستم II در دمای پایین می‌تواند بر روند فعالیت دستگاه فتوسنتزی جلبک D.salina تأثیر منفی گذاشته و فعالیت فرآیند فتوسنتز را در این شرایط کاهش ‌دهد.

 

نتیجه گیری

با توجه به نتایج این تحقیق به نظر می‌رسد، کاهش کارایی کمپلکس تجزیه آب و همچنین کاهش تراکم مراکز واکنش فعال فتوسیستم II در اثر کاهش دما، احتمالا نقش عمده‌ای در کاهش میزان انتقال الکترون به پذیرنده‌های الکترون فتوسیستم II دارد و به ایجاد اختلال در فعالیت زنجیره انتقال الکترون فتوسیستم II (φEo) منجر می‌شود. تنش سرما با تاثیر بر کمپلکس تجزیه آب باعث کاهش میزان انتقال الکترون به فئوفایتین و QA و پس از آن، انتقال الکترون از QA به QB، مخزن پلاستوکوئینون و در نهایت احیای پذیرنده‌های نهایی در سمت پذیرنده فتوسیستم I می‌شود. به طورکلی می‌توان گفت، کمپلکس تجزیه آب اولین بخش در فتوسیستم II سلول‌های جلبک D.salina است که تحت تاثیر تنش سرما قرار می‌گیرد.

 

تشکر و قدردانی

بدین وسیله از تحصیلات تکمیلی دانشگاه اصفهان به خاطر حمایت مالی در انجام این تحقیق قدردانی می گردد. همچنین نویسندگان مقاله از قطب تنش های گیاهی در دانشگاه اصفهان تشکر و قدردانی می نماید

 

1. Tewari AK, Tripathy BC. Temperature-stress-induced impairment of chlorophyll biosynthetic reactions in cucumber and wheat. Plant Physiology. 1998; 117: 851-858.

2. Hällgren J.E, Öquist, G. Adaptations to low temperatures. In Alscher, R. G. and Cumming, J.R. (eds). Stress responses in plants: Adaptation and acclimation mechanisms. New York: Wiley-Liss; 1990; 265-293.

3. Terashima I, Funayama S, Sonoike K. The site of photoinhibition in leaves of Cucumis sativus L. at low temperatures is photosystem I, not photosystem II. Planta. 1994; 193: 300-306.

4. Hutchison RS, Groom Q, Ort DR. Differential effects of chilling-induced photooxidation on the redox regulation of photosynthetic enzymes. Biochemistry. 2000; 39: 6679-6688.

5. Allen DJ, Ort DR. Impacts of chilling temperatures on photosynthesis in warm-climate plants. Trends in Plant Science. 2001; 6: 36-42.

6. Terzaghi WB, Fork DC, Berry JA, Field CB. Low and high temperature limits PSII. Plant Physiology. 1989; 91: 1494-1500.

7. Mahajan S, Tuteja N. Cold, salinity and drought stresses: An overview. Archives of Biochemistry and Biophysics. 2005; 444: 139-158.

8. Krüger GHJ, Tsimilli-Michael M, Strasser RJ. Light stress provokes plastic and elastic modifications in structure and function of photosystem II in camellia leaves. Physiologia Plantarum. 1997; 101: 265-277.

9. Strasser R.J, Srivastava A, Tsimili-Michel, M. The fluorescence transient as a tool to characterize and screen photosynthetic samples. In Mohanty, M., Yunus, S. and Pather, G. (eds). Probing photosynthesis: Mechanism, regulation and adaption. London: Taylor and Francis; 2000; 443-480.

10. Tóth SZ, Schansker G, Strasser RJ. A non-invasive assay of the plastoquinone pool redox state based on the OJIP-transient. Photosynthesis Research. 2007; 93(1-3): 193-203.

11. Cowan AK, Rose PD, Horne LG. Dunaliella salina: a model system for studying the response of plant cells to stress. Journal of Experimental Botany. 1992; 43(12): 1535-1547.

12. Ben-Amotz A, Shaish A,  Avron M. Mode of action of the massively accumulated ß-carotene of Dunaliella bardawil in protecting the alga against damage by excess irradiation. Plant Physiology. 1989; 91: 1040-1043.

13. Chitlaru E, Pick U. Regulation of glycerol synthesis in response to osmotic changes in Dunaliella. Plant Physiology. 1991; 96: 50-60.

14. Madadkar Haghjou M, Shariati M. Photosythesis and respiration under low temperature stress in two Dunaliella strains. World Applied Sciences Journal. 2007; 2(4): 276-282.

15. Madadkar Haghjou M, Shariati M, Smirnoff N. The effect of acute high light and low temperature stresses on the ascorbate–glutathione cycle and superoxide dismutase activity in two Dunaliella salina strains. Physiologia Plantarum. 2009; 135: 272-280.

16. Shariati M, Lilley McC. Loss of intracellular glycerol from Dunaliella by electroporation at constant osmotic pressure: Subsequent restoration of glycerol content and associated volume changes. Plant Cell and Environment. 1994; 17: 1295-1304.

17. Zouni A, Witt HT, Kern J, Fromme P, et al. Crystal structure of photosystem II from syne-chococcus elongatus at 3.8°A resolution. Nature. 2001; 409: 739-743.

18. Pereira WE, De Siqueira DL, Martínez CA, Puiatti M. Gas exchange and chlorophyll fluorescence in four citrus rootstocks under aluminium stress. Journal of Plant Physiology. 2000; 157: 513-520.

 

19. Lambers, H, Chapin III, F. S, Pons, T. L. Plant physiological ecology. 2nd Ed. New York: Springer; 2008.

20. Mehta P, Allakhverdiev SI, Jajoo A. Characterization of photosystem II heterogeneity in response to high salt stress in wheat leaves (Triticum aestivum). Photosynthesis Research. 2010; 105: 249-255.

21. Thach LB, Shapcott A, Schmidt S, Critchley C. The OJIP fast fluorescence rise characterizes Graptophyllum species and their stress responses. Photosynthesis Research. 2007; 94: 423-436.

22. Strasser R. J, Tsimilli-Michael M, Srivastava A. Analysis of the fluorescence transient. In Papageorgiou, G. C. and Govindjee (eds). Chlorophyll a fluorescence: A signature of photosynthesis. Rotterdam: Springer; 2004; 321-362.