کاربرد تکنیک فلورسانس کلروفیل برای شناسایی ژنوتیپ‌های متحمل به سرمای هوا و آب در گیاه برنج (Oryza sativa L.)

نویسندگان

1 دانشجوی کارشناسی ارشد زراعت، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری، ساری، ایران

2 دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری، پژوهشکده ژنتیک و زیست فناوری کشاورزی طبرستان، گروه زراعت و اصلاح نباتات، ، ساری، ایران

3 دانشجوی دکتری زراعت، دانشگاه کشاورزی و منابع طبیعی رامین خوزستان، اهواز، ایران

4 موسسه تحقیقات برنج کشور، معاونت مازندران (آمل)، آمل، ایران

چکیده

هدف: پژوهش حاضر با هدف بررسی اثر تنش سرمای هوا و آب بر پارامترهای فلورسانس کلروفیلی در ژنوتیپ‌های مختلف برنج اجرا گردید. مواد و روش‌ها: شش ژنوتیپ برنج شامل ارقام کوهسار، شیرودی، طارم هاشمی و لاین‌های PSB44، RI96 و IR752 در شرایط هیدروپونیک کشت شدند و پس از دو هفته، به مدت 48 ساعت تحت تیمارهای شاهد (28 درجه سانتی‌گراد)، هوای سرد (8 درجه سانتی‌گراد) و آب سرد (8 درجه سانتی‌گراد) قرار گرفتند و سپس پارامترهای فلورسانس کلروفیل اندازه‌گیری گردید. نتایج: تنش هوای سرد در تمامی پارامترهای مورد بررسی موثر بود و موجب کاهش فلورسانس متغیر (Fv)، حداکثر کارایی کوانتومی فتوسیستم‌II (Fv/Fm)، کارایی کوانتومی فتوشیمیایی موثر فتوسیستم‌II [Y(II)]، ضریب خاموشی فتوشیمیایی (qP) و سرعت انتقال الکترون (ETR) شد در حالی‌که کارایی کوانتومی غیر‌فتوشیمیایی تنظیم‌شده فتوسیستم‌II [Y(NPQ)]، کارآیی کوانتومی غیر‌فتوشیمیایی تنظیم‌نشده فتوسیستم‌II [Y(NO)]، خاموشی غیر‌فتوشیمیایی (NPQ) و ضریب خاموشی غیر‏فتوشیمیایی (qN) را افزایش داد. تنش سرمای آب تنها بر پارامترهای فلورسانس حداقل (Fo)، فلورسانس حداکثر (Fm)، Fv و  ETRاثر معنی‌داری داشت. در شرایط تنش هوای سرد لاین PB44 و رقم طارم هاشمی و در تنش آب سرد ژنوتیپ‌های RI752 و PB44 کمترین تغییرات را در پارامترهای فلورسانس نشان دادند. نتیجه‌گیری: تنش هوای سرد اثر بیشتری نسبت به تنش آب سرد داشت. در شرایط تنش هوای سرد لاین PB44 و رقم طارم هاشمی به‏عنوان متحمل‌ترین و ژنوتیپ‌های RI96، IR752 و رقم شیرودی حساس‌ترین ژنوتیپ‌ها شناخته شدند. در تنش آب سرد نیز ژنوتیپ‏های RI752 و PB44 متحمل‌ترین و ژنوتیپ‌های IR96 و شیرودی حساس‌ترین ژنوتیپ‌ها بودند.

کلیدواژه‌ها


مقدمه

با توجه به تغییر آب و هوای جهانی، تنش­های دمایی به نگرانی عمده­ای برای گیاه­شناسان در سراسر جهان تبدیل شده است (1). دمای پایین با تاثیر بر ویژگی­های مرفولوژیکی و فیزیولوژیکی بسیاری از گیاهان زراعی یکی از مهم‏ترین عوامل محیطی محدودکننده رشد گیاهان محسوب می­شود (2 و 3). بررسی آمار چهل ساله هواشناسی شمال ایران نشان می­دهد که شالیزارهای این ناحیه همواره در معرض خطر بروز تنش سرما قرار دارند و این تنش یکی از عوامل محدودکننده رشد گیاه برنج در این نواحی محسوب می­شود و سالانه موجب بروز خسارت به زراعت برنج خصوصا در خزانه و مراحل ابتدایی رشد می­گردد (4). تنش سرما با اختلال در فرآیندهای مختلف گیاه از جمله تقسیم سلولی، انتقال آب و فتوسنتز باعث نقصان رشد می­گردد که در نهایت کاهش عمل‏کرد را به‏دنبال دارد (5). دمای پایین با تاثیر بر بخش­های مختلف سیستم فتوسنتزی، از جمله تنظیم قطر منافذ روزنه­ها، سنتز رنگیزه­های فتوسنتزی و فعالیت فتوسیستم­های I و II، تثبیت دی­اکسید کربن را با مشکل مواجه می­سازد و فعالیت فتوسنتزی را کاهش می­دهد (6).

برنج (Oryza sativa L.) از مهم‏ترین محصولات زراعی جهان است که مبدا آن مناطق گرمسیری و نیمه­ گرمسیری می­باشد و برخلاف سایر غلات از جمله گندم، جو و چاودار به آب و هوای سرد سازگار نیست و در دمای کمتر از 15 درجه سانتی­گراد آسیب می­بیند (7 و 8). در همین راستا قربانی و همکاران (9) در پژوهشی نشان دادند که بیشتر واریته­های برنج کشور در فصل خزانه‏گیری تحمل سرما را ندارند و در صورت کاهش دمای محیط آسیب می­بینند. در گیاه برنج آسیب به فرآیندهای متابولیکی و فیزیولوژیکی در اثر تنش سرما می­تواند برگشت‏ناپذیر باشد و از طریق افزایش نفوذپذیری غشا و بازدارندگی سنتز کلروفیل، منجر به کاهش فتوسنتز و در نهایت کاهش رشد و عملکرد گیاه گردد (10 و 11). علاوه بر موارد فوق، مشکل سرما در ارتفاعات شمال کشور ناشی از آبیاری با آب سرد می‫اشد، همچنین حدود پنجاه درصد از شالیزارهای استان مازندران از آب سرد چاه آبیاری می‏شوند و در 20 تا 30 درصد از ابتدای زمین با تنش آب سرد مواجه هستند. در کشت زود هنگام برنج به­منظور برداشت رتون یا احیانا دوبار کشت برنج که در سطح قابل توجهی در استان­های شمالی کشور انجام می­شود، سرمای ابتدای کشت به­عنوان عامل محدودکننده می­باشند. لذا دستیابی به ارقام متحمل در این خصوص به‏عنوان یک راهکار مناسب ذکر شده است (12). دمای آب بر فرآیندهای مختلف رشد برنج تاثیر می­گذارد که نوع و میزان تاثیر آن با توجه به مرحله رشدی گیاه متفاوت می­باشد. طی مرحله رویشی، تنش سرمای آب سرعت پنجه­زنی، پیدایش و رشد برگ­ها را کاهش می­دهد و در بعضی مواقع با زرد شدن برگ­ها همراه می­شود (13 و 14).

از نشانه­های اصلی حساسیت به دمای پایین، آسیب به سیستم فتوسنتزی گیاه است به­طوری‏که میزان کلروفیل و فتوسنتز برگ تحت تنش سرما کاهش می­یابد که علت آن تخریب اجزای پروتئینی و لیپیدی غشای تیلاکوئیدی در اثر تنش می­باشد (15 و 16). در این میان، فتوسیستم ­II که نقش مهمی در واکنش‫های فتوسنتزی گیاهان به تنش­های محیطی دارد اولین بخش در دستگاه فتوسنتزی است که به این تنش­ها عکس­العمل نشان می­دهد (17 و 18). در همین راستا،Apostolova  و همکاران (19) بیان داشته­اند که در زنجیره انتقال الکترون فتوسنتزی، فتوسیستم ­ IIنسبت به فتوسیستم ­ Iبه تنش­های محیطی حساس­تر است که یکی از دلایل این حساسیت بیشتر، وجود کمپلکس تجزیه­کننده آب درفتوسیستم ­ IIمی­باشد.

انرژی حاصل از نور بعد از جذب به­وسیله مولکول­های کلروفیل برگ، در طول زنجیره انتقال الکترون منتقل می­شود و برای اجرای فرایند فتوسنتز (فرآیند فتوشیمیایی) مصرف می­گردد و انرژی اضافی یا به­صورت گرما هدر می­رود (فرایند غیرفتوشیمیایی) یا به‏صورت نور قرمز بازتاب داده می­شود که فلورسانس کلرفیل نامیده می­شود (20). این سه فرآیند به‏صورت رقابتی اتفاق می­افتند، بنابراین از طریق اندازه­گیری عمل‏کرد فلورسانس کلروفیلی، می­توان اطلاعاتی در مورد تغییرات در کارایی فتوشیمیایی و هدر رفت گرمایی به­دست آورد (21). تنش­های غیر زنده از جمله تنش سرما از طریق آسیب به فتوسیستم ­II و سایر اجزای زنجیره انتقال الکترون سبب بازدارندگی یا کاهش شدید انتقال الکترون فتوسنتزی می­شوند که در این­صورت سهم بیشتری از انرژی نورانی جذبی، به‏صورت گرما و فلورسانس هدر خواهد رفت (22). بر اساس پژوهش­های انجام شده، جریان الکترون در فتوسنتز، شاخصی برای میزان کلی فتوسنتز می­باشد به‏طوری­که اندازه­گیری فلورسانس کلروفیلی، تخمین میزان جریان الکترون و نحوه­ی عمل فتوسنتز را امکان­پذیر می­سازد (23). از سوی دیگر، فلورسانس کلروفیلی به‏عنوان بازتاب واکنش­های اولیه فتوسنتز (24)، یک شاخص فیزیولوژیک معتبر برای مشخص نمودن تغییرات القایی در دستگاه فتوسنتزی می­باشد که عملیات ارزیابی آن، بدون تخریب بافت گیاهی و در کمترین زمان صورت می­گیرد (25). تاکنون از فلورسانس کلروفیلی برای مطالعه­ی واکنش گیاهان در شرایط تنش­های مختلف از جمله شوری (26 و 27)، خشکی (28) و سرما (29، 30 و 31) استفاده گردیده است.

تغییر در مقدار فلورسانس کلروفیل سیستمی برای شناخت و ارزیابی تحمل تنش برای درجه­بندی گیاهان نیز می­باشد (32). امروزه برای غربالگری و شناسایی ژنوتیپ­های حساس و متحمل گونه­های زراعی از روش­های بیوشیمیایی در گیاهانی چون سیب‏زمینی (33)، گندم (34) و کلزا (35)، روش­های مولکولی در ژنوتیپ­های گیاهان گندم (36)، سیب­زمینی (37)، برنج (38) و گوجه­فرنگی (39) و همچنین از روش­های فیزیولوژیک در گیاهانی نظیر نخود (40) و نیشکر (41) تحت تنش­های محیطی مختلف استفاده شده است. با این وجود، این روش­ها نیازمند زمان زیاد و شرایط خاص آزمایشگاهی هستند در نتیجه روش فلورسانس کلروفیل به‏عنوان روشی سریع و غیر تخریبی برای غربالگری ژنوتیپ­های مختلف در تحمل به تنش­های محیطی ازجمله تنش سرما پیشنهاد شده است (24 و 42). به­طوری‏که از این تکنیک برای مقایسه ژنوتیپ­های مختلف گیاهان زراعی چون ذرت (43 و 44)، سویا (31) و یولاف (45) در مقاومت به تنش‏های محیطی از جمله تنش سرما استفاده شده است. بنابراین پژوهش حاضر با هدف بررسی اثر تنش سرمای هوا و آب برپارامترهای فلورسانس کلروفیل درژنوتیپ­های مختلف برنج و همچنین به‏کارگیری این روش برای شناسایی ژنوتیپ­های حساس و متحمل برنج به این تنش­ها در مرحله­ی گیاهچه­ای اجرا گردید.

 

مواد و روش­ها

پژوهش حاضر در پاییز 1391 در گلخانه­ی تحقیقاتی پژوهشکده ژنتیک و زیست­فناوری طبرستان واقع در دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری در شرایط هیدروپونیک و در قالب طرح پایه کاملا تصادفی به­صورت فاکتوریل و با سه تکرار به اجرا در آمد. تیمارهای آزمایشی شامل سه تیمار دمایی ]شاهد (دمای 25/28 (شب/روز))، هوای سرد (8 درجه سانتی­گراد) و آب سرد (8 درجه سانتی­گراد)[ و 6 ژنوتیپ برنج (جدول 1) بود که از موسسه تحقیقات برنج کشور - معاونت مازندران (آمل) تهیه گردید. ابتدا بذرها با هیپوکلرید سدیم یک درصد به­مدت 10 دقیقه ضدعفونی و سپس به‏مدت 5 روز در ژرمیناتور با دمای 25 تا 28 درجه سانتی­گراد و رطوبت نسبی 75 درصد جوانه­دار شدند. بذرهای جوانه­دار به محیط کشت هیدروپونیک و در ظرف­هایی با حجم چهار لیتر (به ابعاد 13×21×27 سانتی­متر) انتقال یافتند. تا دو روز بعد از انتقال، از آب مقطر استفاده شد و سپس گیاهچه­ها به‏مدت یک هفته در محلول غذایی یوشیدا 50 درصد رشد نمودند و پس از آن محلول یوشیدا کامل به ظرف­ها اضافه شد و هر هفت روز تعویض گردید (46). شرایط گلخانه با فتوپریود 8/16 (شب/روز) ساعت و دمای 25/28 (شب/روز) تنظیم و دو هفته پس از کاشت، تیمارهای دمایی اعمال شد. به‏منظور اعمال تنش هوای سرد، گیاهچه­ها به­مدت 48 ساعت در اتاقک رشد با دمای 8 درجه سانتی‏گراد قرار داده شدند و برای اعمال تنش آب سرد از دستگاه سردکننده (CL Series Water Chiller–CL600, China) استفاده گردید. گیاهچه­های شاهد نیز در شرایط گلخانه با دمای 25/28 (شب/ روز) نگه‏داری شدند.

جدول 1: اسامی و کد اختصاری ژنوتیپ­های مورد مطالعه

شماره ژنوتیپ

نام ژنوتیپ

کد اختصاری

1

کوهسار

-

2

شیرودی

-

3

طارم هاشمی

-

4

RI 1812084- 96-1-1

RI96

5

IR75482-149-1-1

IR752

6

IR75481-104-2-3

PSB44

 

پس از اعمال تنش سرما اندازه­گیری پارامترهای فلورسانس کلروفیلی در آخرین برگ توسعه یافته با استفاده از دستگاه فلورومتر (PAM 2500-Walz, Germany) و بر اساس روش Genty  و همکاران (47) صورت گرفت. بدین منظور، برگ‌ها با استفاده از گیره­های مخصوص برگ (2030-B, Walz) به‏مدت 30 دقیقه در تاریکی قرار گرفتند. فلورسانس حداقل (Fo) با همه­ی مراکز واکنشی باز فتوسیستم­II، توسط نور مدوله شده­ای با شدت پایین (0.1 μmol m-2 s-1) و فلورسانس حداکثر (Fm) با تابش پالس اشباع نوری (8000 μmol m-2 s-1) به‏مدت یک ثانیه در برگ­های سازگار به تاریکی تعیین شد. در مرحله بعد نور مرئی سفید رنگ (685 μmol m-2 s-1) به­صورت متوالی به برگ تابانیده شد و بعد از آن میزان فلورسانس پایدار (Ft) ثبت و مجددا پالس اشباع نوری (8000 μmol m-2 s-1) اعمال و میزان فلورسانس حداکثر (Fm´) در برگ­های سازگار به روشنایی تعیین شد. سپس پرتو نوری مرئی قطع و با تابش نور قرمز دور فلورسانس حداقل در مرحله روشنایی (Fo´) ثبت گردید. فرکانس نوری برای اندازه­گیریFo  و Fo´ 600 هرتز و برای   Fm وFm´ 20 کیلوهرتز بود. با استفاده از پارامترهای تعیین شده در برگ­های سازگار به تاریکی و روشنایی، میزان فلورسانس متغیر (Variable fluorescence= Fv)، حداکثر کارایی کوانتومی فتوسیتم ­II (Maximum photochemical quantum yield of photosystem II= Fv/Fm)،         کارایی کوانتومی فتوشیمیایی موثر فتوسیستم ­II        [Effective photochemical quantum yield of photosystem II= Y(II)]، کارایی کوانتومی غیر‏فتوشیمیایی تنظیم­ شده فتوسیستم ­II [Quantum yield of regulated non-photochemical=Y(NPQ)]، کارایی کوانتومی غیر­فتوشیمیایی تنظیم نشده فتوسیستم ­II [Quantum yield of non-regulated non-photochemical= Y(NO)] و خاموشی غیر­فتوشیمیایی (Non-photochemical quenching= NPQ)، ضریب خاموشی فتوشیمیایی (Photochemical quenching coefficient= qP)، ضریب خاموشی غیر‏فتوشیمیایی (Non-photochemical quenching coefficient= qN) و سرعت انتقال الکترون             (Electron transport rate= ETR) براساس معادلات 1 تا 9 محاسبه گردید (48 و 49).

معادله 1)

Fv=Fm-Fo

معادله 2)

Fv/Fm=(Fm-Fo)/Fm

معادله 3)

Y(II)= (Fm´-Ft)/Fm´

معادله 4)

Y(NPQ)= (Ft/Fm´)- (Ft/Fm)

معادله 5)

Y(NO)= Ft/Fm

معادله 6)

NPQ= Fm-Fm´/Fm´

معادله 7)

qP= (Fm´-Ft)/ (Fm´-Fo´)

معادله 8)

qN=1- (Fm´- Fo´)/(Fm-Fo)

معادله 9)

ETR= Y(II) × PFDa × (0.5)

 

داده­های حاصل با استفاده از نرم افزار  SASنسخه­ی 1/9 تجزیه گردید و میانگین­ها با آزمون حداقل اختلاف معنی‏دار (LSD) در سطح احتمال 5 درصد مورد مقایسه قرار گرفتند.

 

نتایج

نتایج حاصل از تجزیه واریانس (جدول 2) نشان داد که ژنوتیپ‫های مورد مطالعه از نظر پارامترهای Fo، Fm، Fv، Fv/Fm و qP در سطح احتمال یک درصد (01/0P<) تفاوت معنی­داری داشتند. تمامی پارامترهای مورد مطالعه نیز در اثر تنش سرما اختلاف معنی­داری را نشان دادند به­طوری‏که این معنی­دار شدن در Fo´، NPQ و qP در سطح احتمال پنج درصد و در سایر پارامترها در سطح احتمال یک درصد مشاهده شد. اثر متقابل تنش سرما و ژنوتیپ نیز در پارامترهای Fo، Y(II)، Fv، Fv/Fm و qP در سطح احتمال یک درصد و همچنین Fm، Y(NPQ) و ETR در سطح احتمال پنج درصد معنی­دار گردید.

 

 

جدول 2: میانگین مربعات اثر تنش سرما بر پارامترهای فلورسانس کلروفیل در ژنوتیپ­های برنج

ضریب تغییرات

 

خطای آزمایشی

A×B

تنش سرما (B)

ژنوتیپ(A)

 

 

 

 (A)

منابع تغییر

 

(درصد)

36

10

2

5

درجه آزادی

26/6

005/0

026/0**

028/0**

042/0**

Fo

71/10

188/0

501/0*

963/4**

791/0**

Fm

05/12

124/0

381/0**

561/5**

572/0**

Fv

46/2

0003/0

001/0**

044/0**

002/0**

Fv/Fm

96/11

007/0

011/0ns

034/0*

016/0ns

Fo´

06/18

061/0

080/0ns

002/1**

100/0ns

Fm´

50/8

002/0

007/0**

090/0**

005/0ns

Y(II)

79/16

001/0

004/0*

041/0**

002/0ns

Y(NPQ)

02/15

0003/0

0006/0ns

004/0**

0008/0ns

Y(NO)

78/21

186/0

148/0ns

831/0*

026/0ns

NPQ

67/6

002/0

001/0ns

014/0**

0005/0ns

qN

00/8

011/0

041/0**

051/0*

060/0**

qP

70/12

154/1

115/3*

093/20**

065/1ns

ETR

             

                    * و **  به ترتیب معنی‏دار درسطح احتمال 5 و 1 درصد، ns غیر‏معنی­دار

 

مقایسه میانگین اثر متقابل تنش سرما و ژنوتیپ (جدول 3) نشان داد که تنش هوای سرد باعث افزایش فلورسانس حداقل (Fo) در ژنوتیپ­های RI96 (66/25 درصد) و PSB44 (50/12 درصد) نسبت به تیمار شاهد گردید ولی در سایر ژنوتیپ­ها اثر معنی‏داری نداشت. در تنش سرمای آب نیز میزان فلورسانس حداقل در ژنوتیپ­های PSB44 و طارم هاشمی (به ترتیب 62/15 و 92/11 درصد) به­صورت معنی­داری افزایش ولی در ژنوتیپ IR752 (11/18 درصد) کاهش یافت (جدول 3). تنش سرمای هوا به‏جز ژنوتیپ PSB44 در تمامی ژنوتیپ­های مورد مطالعه باعث کاهش معنی­دار میزان فلورسانس حداکثر (Fm) گردید که بیشترین کاهش در ژنوتیپ IR752 (01/31 درصد) مشاهده شد. تنش آب سرد تنها در ژنوتیپ IR752 کاهش معنی­داری در Fm ایجاد کرد (جدول 3).

تنش سرمای هوا، فلورسانس متغیر (Fv) و حداکثر کارایی کوانتومی فتوسیتم­II (Fv/Fm) را در تمام ژنوتیپ­های مورد بررسی به‏جز PSB44، به‏شدت کاهش داد. از بین شش ژنوتیپ مورد مطالعه کمترین میزان هر دو پارامتر Fv و Fv/Fm در ژنوتیپ شیرودی مشاهده گردید که نسبت به تیمار شاهد نیز بیشترین کاهش (به‏ترتیب 42 و 19 درصد) را داشت (جدول3‏). با این وجود Fv تنها در ژنوتیپ IR752 نسبت به تیمار شاهد با 26/25 درصد کاهش، تفاوت معنی­داری نشان داد. تنش سرمای آب نیز بر Fv تاثیر معنی­داری داشت. همچنین بین ژنوتیپ­ها در شرایط تنش سرمای آب از نظر حداکثر کارآیی کوانتومی فتوسیتم­II تفاوت معنی­داری مشاهده نشد (جدول 3).

 

 

جدول 3: مقایسهمیانگیناثرمتقایلتنشسرما × ژنوتیپبرپارامترهایفلورسانسکلروفیلدرگیاهبرنج

ژنوتیپ

تنش سرما

RI96

IR752

PSB44

طارم هاشمی

شیرودی

کوهسار

فلورسانس حداقل (Fo)

 

c-g13/1

b27/1

h96/0

e-g09/1

f-h07/1

d-g10/1

شاهد

a42/1

(66/25+)

b-e20/1

(52/5-)

f-g08/1

(5/12+)

f-h06/1

(76/2+)

b-f16/1

(41/8+)

b-f17/1

(36/6+)

هوای سرد

b-d21/1

(07/7-)

g-h04/1

(11/18-)

c-g11/1

(62/15+)

b-c22/1 (92/11+)

e-g08/1

(93/0+)

c-g15/1

(54/4+)

آب سرد

فلورسانس حداکثر (Fm)

 

a-c52/4

a03/5

e-g64/3

a-c51/4

c-f13/4

a-d46/4

شاهد

e-g51/3

(34/22-)

f-g47/3

(01/31-)

d-f76/3

(29/3+)

e-g59/3

(39/20-)

g94/2

(81/28-)

f-g43/3

(09/23-)

هوای سرد

a03/5

(35/18+)

c-f85/3

(45/23-)

b-e19/4

(10/15+)

e-g59/3

(20/8+)

e-g64/3

(86/11-)

f-g43/3

(34/1-)

آب سرد

فلورسانس متغیر (Fv)

 

a-d38/3

a76/3

g-h67/2

a-c41/3

c-f06/3

a-d36/3

شاهد

hi19/2 (20/35-)

g-i26/2 (89/39-)

g-h67/2 (00/0)

f-h52/2 (09/26-)

i77/1 (15/42-)

g-i25/2 (03/33-)

هوای سرد

a81/3 (72/12+)

d-g81/2 (26/25-)

b-f08/3 (35/15+)

ab65/3 (03/7+)

f-h64/2 (72/13-)

a-e25/3 (27/3-)

آب سرد

حداکثر کارایی کوانتومی فتوسیستم II (Fv/Fm)

 

ab747/0

ab747/0

a-c734/0

a756/0

ab740/0

a753/0

شاهد

fg621/0

 (21/16-)

ef647/0 (51/13-)

cd710/0 (73/2-)

d703/0

(66/6-)

g603/0

(91/18-)

e657/0

 (33/13-)

هوای سرد

a757/0

(35/1+)

a-d729/0 (35/1-)

a-c734/0 (00/0)

ab748/0

 (33/1-)

b-d724/0

(70/2-)

a-c738/0

 (66/2-)

آب سرد

برای هر پارامتر در هر ستون و ردیف میانگین­های دارای حروف مشترک بر اساس آزمون LSD در سطح احتمال پنج درصد تفاوت معنی­داری با یکدیگر ندارند. اعداد داخل پارانتز بیانگر درصد افزایش (+) و کاهش (-) نسبت به شاهد است.

 

باتوجه به نتایج جدول 4، تنش هوای سرد سبب کاهش فلورسانس حداقل (Fo´) و فلورسانس حداکثر (Fm´) در شرایط سازگار به روشنایی گردید که این کاهش نسبت به تیمار شاهد به‏­ترتیب حدود 10 و 30 درصد بود. تنش آب سرد نیز سبب کاهش این پارامترها گردید هرچند تفاوت آن با تیمار شاهد معنی­دار نبود. کارایی کوانتومی غیر­فتوشیمیایی تنظیم نشده ­فتوسیستم­II  [Y(NO)]، خاموشی غیر­فتوشیمیایی (NPQ) و ضریب خاموشی غیرفتوشیمیایی (qN) درشرایط هوای سرد نسبت به شاهد به‏‫ترتیب به‏میزان 17، 25 و 8 درصد افزایش نشان دادند ولی تنش آب سرد اثر معنی­داری بر این پارامترها نداشت (جدول4).

 

 

جدول 4: اثر ساده تنش سرما بر پارامترهای فلورسانس کلروفیل در گیاه برنج

qN

NPQ

Y(NO)

Fm´

Fo´

تنش سرما

75/0b

78/1b

12/0b

54/1a

75/0a

شاهد

81/0a

(00/8+)

21/2a

(15/24+)

14/0a

(66/16+)

10/1b

(57/28-)

67/0a

(66/10-)

هوای سرد

77/0b

(66/2+)

95/1ab

(55/9+)

12/0b

(00/0)

47/1a

(54/4-)

74/0a

(33/1-)

آب سرد

در هر ستون میانگین­های دارای حرف مشترک بر اساس آزمون LSD در سطح احتمال پنج درصد تفاوت معنی­داری با یکدیگر ندارند.

 

 

جدول 5: برهم‏کنش تنش سرما و ژنوتیپ از نظر پارامترهای فلورسانس کلروفیل در گیاه برنج

ژنوتیپ

تنش سرما

RI96

IR752

PSB44

طارم هاشمی

شیرودی

کوهسار

ضریب خاموشی فتوشیمیایی (qP)

 

c-e28/1

c-e25/1

bc41/1

ef18/1

c-e31/1

d-e22/1

شاهد

c-e27/1

(78/0-)

f06/1

(2/15-)

bc40/1

(70/0-)

bc40/1

(64/18+)

a65/1

(95/25+)

ab52/1

(59/24+)

هوای سرد

c-e32/1

(12/3+)

c-e31/1

(8/4+)

c-e33/1

(67/5-)

c-e33/1

(71/12+)

b-d38/1

(34/5+)

b-d36/1

(47/11+)

آب سرد

سرعت انتقال الکترون (ETR)

 

b-d66/8

a-c25/9

a-c33/9

a-c33/9

c-f00/8

a66/10

شاهد

g16/6

(86/28-)

f-g50/6

(72/29-)

b-d66/8

(18/7-)

d-g33/7

(43/21-)

e-g83/6

(62/14-)

c-f00/8

(95/24-)

هوای سرد

ab00/10

(47/15+)

b-e50/8

(10/8-)

b-d66/8

(18/7-)

b-e33/8

(71/10-)

ab00/10

(00/25+)

c-f00/8

(95/24-)

آب سرد

در هر ستون میانگین­های دارای حروف مشترک بر اساس آزمون LSD در سطح احتمال 05/0 تفاوت معنی­داری با یکدیگر ندارند. اعداد داخل پرانتز بیانگر درصد تغییرات نسبت به شاهد است.

 

 

در پژوهش حاضر کارآیی کوانتومی موثر فتوسیستم­II [Y(II)]، کارایی کوانتومی غیرفتوشیمیایی تنظیم ­شده فتوسیستم ­II [Y(NPQ)] و کارایی کوانتومی غیرفتوشیمیایی تنظیم نشده فتوسیستم­II [Y(NO)] تحت تاثیر تنش سرمای هوا قرار گرفتند (شکل 1). بر اساس یافته­ها، در تنش سرمای هوا و در تمامی ژنوتیپ­های مورد مطالعه، Y(II) کاهش و Y(NPQ) افزایش یافت. با این وجود، Y(NO) در ژنوتیپ­های کوهسار، شیرودی و PSB44، RI96 و IR752 افزایش ولی در ژنوتیپ طارم هاشمی کاهش یافت. کاهش Y(II) در ژنوتیپ­های شیرودی (22 درصد)،IR752  (30 درصد) و RI96 (36 درصد) محسوس­تر بود (شکل1). بیشترین افزایش Y(NPQ) در ژنوتیپ­های شیرودی،IR752  و RI96 (به ترتیب حدود 57، 64 و 86 درصد) و Y(NO) در ژنوتیپ­های IR752 (50 درصد) و RI96 (50 درصد) مشاهده شد (شکل 1). تنش سرمای آب تنها در پارامتر Y(NO) و در رقم طارم هاشمی اثر معنی­داری داشت و نسبت به تیمار شاهد کاهش نشان داد (شکل 1).

 

 

شکل 1: تغییرات مکمل پارامترهای Y(II)، Y(NPQ) و Y(NO) در ژنوتیپ­های مورد مطالعه تحت تنش سرمای آب ، هوا و شاهد.

 

پارامتر ضریب خاموشی فتوشیمیایی (qP) در شرایط تنش سرمای هوا در سه رقم شیرودی، کوهسار و طارم هاشمی به‏‏ترتیب حدود 26، 25 و 19 درصد نسبت به شاهد افزایش ولی در ژنوتیپ ­IR752 کاهش یافت. تنش سرمای آب تنها در ژنوتیپ PSB44 (6/5 درصد) سبب کاهش qP گردید (جدول 5).

تنش هوای سرد سبب کاهش سرعت انتقال الکترون (ETR) در

 تمامی ژنوتیپ­های مورد مطالعه شد که بیشترین کاهش در ژنوتیپ­های IR752 و RI96 (به‏ترتیب حدود 29 و 28 درصد) مشاهده گردید. همچنین سرعت انتقال الکترون در شرایط تنش آب سرد در ژنوتیپ­های  RI96و شیرودی افزایش و در سایر ژنوتیپ­ها کاهش یافت (جدول 5). دو ژنوتیپ شیرودی و کوهسار از نظر سرعت انتقال الکترون (ETR) به­طور کاملا متفاوتی تحت تاثیر تنش آب سرد قرار گرفتند به ­این‏صورت که در رقم شیرودی تنش سرمای آب باعث افزایش ولی در رقم کوهسار کاهش ETR را به‏دنبال داشت.

بحث

هنگامی­که نور در سطح متوسط باشد، بخش غالب آن در فعالیت­های فتوشیمیایی به مصرف فتوسنتز می­رسد و بخش کمی از انرژی نورانی به­صورت فلورسانس ساطع می­گردد که به‏عنوان فلورسانس حداقل (Fo) شناخته می­شود (22). در مطالعه حاضر میزان Fo در بیشتر ژنوتیپ­های مورد بررسی در شرایط هوا و آب سرد افزایش یافت (جدول 3). افزایش Fo نشان از آسیب به زنجیره انتقال الکترون فتوسیستم­II  در اثر کاهش ظرفیت کوئینون آ (QA) و عدم اکسیداسیون کامل آن به‏دلیل جریان کند الکترون در طول مسیر فتوسیستم ­II و در مجموع غیرفعال شدن فتوسیستم ­II دارد (50). افزایش میزان Fo در اثر تنش سرما در ریحان بنفش و کاهو (51) و در اثر تنش خشکی در گیاه ذرت (52) نیز گزارش شده است.

نتایج مندرج در جدول 3 نشان می­دهد که تنش هوای سرد، Fm را در تمامی ژنوتیپ­ها به‏غیر از PSB44 کاهش داد. یامان و همکاران (27) نیز کاهش Fm را در گیاه برنج تحت تنش شوری گزارش کردند. افتFm  ممکن است با کاهش فعالیت کمپلکس آنزیم تجزیه­کننده آب و همچنین چرخه انتقال الکترون در درون یا اطراف فتوسیستم­II  مرتبط باشد (28).

فلورسانس متغیر (Fv) که از اختلاف فلورسانس حداکثر (Fm) با فلورسانس حداقل (Fo) به‏دست می­آید وضعیت جریان الکترون از بخش فتوسیستم به QA را نشان می­دهد (53). Fv/Fm نیز که حداکثر کارایی کوانتومی فتوسیستم­II برای تبدیل نور جذبی به انرژی شیمیایی را نشان می­دهد، به­طورگسترده­ای به­عنوان شاخصی معتبر برای نشان دادن اختلال ناشی از تنش در مراکز فتوشیمیایی و بازدارندگی نوری استفاده شده است (49 و 42). کاهش Fv/Fm بیانگر کاهش حداکثر کارایی کوانتومی فتوسیستم­  IIاست (42). نتایج حاصل از این آزمایش نیز حاکی از کاهش Fv و  Fv/Fmبود (جدول 3). در پژوهشی که توسط Li و همکاران (54) در گیاه توتون صورت گرفت نیز کاهش میزان Fv/Fm تحت تنش سرما مشاهده گردید.

تنش هوای سرد افزایش معنی­دار خاموشی غیر فتوشیمیایی (NPQ) را به‏دنبال داشت (جدول 4).NPQ  در واقع شاخص مربوط به هدر رفت گرمایی است و گستره­ی معمول آن برای گیاه بین 5/0 تا 5/3 می­باشد. افزایش این پارامتر بیانگر ظرفیت بالای چرخه گزانتوفیل و توانایی گیاه در دفع تنش از طریق هدر دادن انرژی به­صورت گرما می­باشد (23، 42 و 55).                   Demmig-Adams و همکاران (56) پیشنهاد کردند که NPQ یک شاخص خوب برای ارزیابی میزان "انرژی نوری اضافی" است که به­طور عمده به­وسیله چرخه گزانتوفیل اتلاف می­شود. در شرایط تنش، فعالیت چرخه گزانتوفیل سبب افزایش اتلاف انرژی به­صورت گرما و ازدیاد خاموشی غیر فتوشیمیایی (NPQ) می­شود ولی با افزایش بیشتر سطوح تنش، ممکن است افزایش در NPQ برای مصرف انرژی مازاد و حفظ اکسیداسیون پذیرنده­های الکترون فتوسیستم II ناکافی باشد (57). Li و همکاران (54) در گیاه توتون تحت تنش سرما و Abdeshahian و همکاران (58) در گیاه گندم تحت تنش شوری، افزایش NPQ را گزارش نمودند.

براساس پژوهش Kramer و همکاران (59) جریان انرژی برانگیختگی در فتوسیستم II در سه مسیر اصلی متفاوت قرار می­گیرد که عبارتند از کاربرد فتوشیمیایی، هدر رفت گرمایی تنظیم­ شده که یک فرایند اتلافی برای حفاظت فتوسیستم ­II محسوب می‏شود و هدر رفت گرمایی تنظیم نشده که یک فرایند اتلافی است که موجب غیر فعال شدن فتوسیستم­II  می­شود. این سه جریان به‏ترتیب به‏عنوان عمل‏کردهای کوانتومی Y(II)، Y(NPQ) و Y(NO) شناخته می­شوند. Y(II) نسبت نور استفاده شده در فرآیند فتوسنتز به کل نور جذب شده به­وسیله کلروفیل مربوط به فتوسیستم­II را نشان می­دهد که به­طور مستقیم به‏سرعت اسیمیلاسیون CO2 در برگ وابسته است (47 و 49). میزان این پارامتر در ژنوتیپ­های موجود در پژوهش حاضر در اثر تنش سرمای هوا کاهش یافت (شکل 1) که احتمال می­رود این کاهش بیانگر کاهش سرعت فرآیند فتوسنتزی و اسیمیلاسیون CO2 در اثر تنش سرمای هوا در این ژنوتیپ­ها ­باشد. یامان و همکاران (27) نیز در گیاه برنج تحت تنش شوری به نتایج مشابهی دست یافتند. Y(NPQ) هدر رفت گرمایی مربوط به سیستم حفاظت نوری و Y(NO) نیز سایر اجزای غیرمرتبط با حفاظت نوری است (60). افزایش پارامتر Y(NPQ)در شرایط تنش سرما در گیاه ذرت (44) و در تنش خشکی در گیاهچه­های خیار (49) گزارش شده است که با نتایج این آزمایش مطابقت دارد. در دمای پایین فعالیت آنزیم روبیسکو و به­دنبال آن عمل‏کرد چرخه کالوین و تثبیت CO2 و در نتیجه مصرف NADPH,H+به­عنوان یکی از محصولات مرحله نوری فتوسنتز، کاهش می­یابد. کاهش مصرف NADPH,H+ باعث تجمع آن و کاهش نسبت NADP+ به NADPH,H+ می­گردد. در این حالت الکترون از فرودوکسین به اکسیژن منتقل شده و رادیکال آزاد اکسیژن تولید می­شود که در نهایت منجر به آسیب به اجزای زنجیره انتقال الکترون و ایجاد بازدارندگی نوری خواهد شد. وقوع بازدارندگی نوری باعث افزایش Y(NO) و کاهش Y(II) می­گردد (11). ضریب خاموشی فتوشیمیایی (qP) تحت تنش سرمای هوا در ژنوتیپ IR752 و تحت تنش سرمای آب در ژنوتیپ PSB44 کاهش یافت (جدول 5). با توجه به اینکه qP نسبت مراکز واکنشی باز فتوسیستم­II  را نشان می­دهد (23) پس توانایی حفظ کوئینون­های پذیرنده فتوسیستم ­II به­صورت اکسید یا به‏­طور کلی "باز بودن" مراکز واکنشی فتوسیستم­II، با qP ارزیابی می­شود. qP به­طور مستقیم به‏سرعت مصرف NADPH,H+ و ATP تولیدی زنجیره انتقال الکترون فتوسنتزی وابسته است (57). کاهش سرعت مصرف NADPH,H+ و ATP می­تواند در نتیجه افزایش خاموشی غیرفتوشیمیایی (NPQ) در آنتن­های گیرنده فتوسیستم­II باشد (49). در گیاهانی که مقاومت بیشتری به تنش دارند میزان qP و Y(II) بیشتر است و کمترین میزان هدر رفت انرژی (qN) وجود دارد، درحالی‏که قسمت اصلی خاموشی در برگ­های تحت تنش، در اثر فرآیند برگشت پذیر qN است، بنابراین QA در طول خاموشی در وضعیت احیای شدید نگه­داشته می­شود (61). در گیاه برنج (62) و ذرت (63) تحت تنش شوری و در گیاه ذرت (44) تحت تنش سرما نیز مشاهده شد که با افزایش تنش، میزان ضریب خاموشی فتوشیمیایی کاهش یافت.

در بعضی از ژنوتیپ­های مورد بررسی سرعت انتقال الکترون افزایش یافت که Hajiboland و همکاران (64) نیز افزایش سرعت انتقال الکترون را در اثر تنش سرما روی گیاه کلم قرمز (Brassica oleracea L.) گزارش کردند. Li و همکاران (54) اظهار کردند که میزان ETR در شرایط تنش سرما کاهش می‫یابد. با کاهش سرعت فعالیت فتوسنتزی و تثبیت دی­اکسید کربن، میزان انرژی مورد نیاز نیز کاهش می­یابد و این خود می‫تواند دلیلی برای کاهش سرعت انتقال الکترون در زنجیره باشد (28). بنابراین ژنوتیپ­هایی که کاهش کمتری در سرعت انتقال الکترون دارند سرعت فتوسنتزی بالاتر و در نتیجه مقاومت بیشتری نسبت به سرما نشان می­دهند.

نتایج این آزمـایش تا حد زیـادی با نتایج به‏دست آمـده از تجزیه

کلاستر صفات رویشی و همچنین تجزیه بای­پلات با استفاده از شاخص­های مقاومت (داده­ها نشان داده نشده است) همخوانی دارد. از سوی دیگر مطالعات قبلی با استفاده از روش­های بیوشیمیایی (داده­ها نشان داده نشده است) و فیزیولوژیک (65) در همین پژوهش نیز موید این مسئله می­باشد. بنابراین با توجه به نتایج حاضر به­نظر می­رسد می­توان از این روش به­عنوان روشی سریع، غیر تخریبی و کم­هزینه جهت گزینش ژنوتیپ­های حساس و متحمل به تنش سرمای هوا و سرمای آب استفاده کرد. همچنین این روش می­تواند تایید یا حتی جایگزینی برای سایر روش­های مورد استفاده در این زمینه باشد. نتایج Strauss و همکاران (31) در اثر تنش سرمای تاریکی روی دو رقم سویا و Fracheboud و همکاران (44) در غربالگری ژنوتیپ­های ذرت تحت تنش سرما نیز تاییدی بر نتایج این آزمایش می­باشد.

 

نتیجه­گیری

در مجموع نتایج بیانگر حساسیت بیشتر پارامترهای فلورسانس کلروفیل برگی گیاهچه­های برنج به تنش هوای سرد نسبت به آب سرد می­باشد که می­تواند به‏دلیل تماس مستقیم برگ­ها با سرما در تنش سرمای هوا و اثر تخریبی بیشتر آن نسبت به تنش آب سرد روی سیستم فتوسنتزی گیاه باشد و از آنجایی‏که رشد رویشی گیاه برآیندی از میزان فتوسنتز گیاه و اسیمیلاسیون CO2 می­باشد، در دراز مدت با توجه به اثر کاهشی شدیدتر تنش سرمای هوا نسبت به تنش سرمای آب، رشد رویشی گیاه نیز بیشتر تحت تاثیر تنش سرمای هوا قرار خواهد گرفت. از میان ژنوتیپ­های مورد مطالعه، لاین PBS44 کمترین تغییرات را در پارامترهای فلورسانس در قبال تنش هوای سرد نشان داد به‫طوری‏که به­جز افزایش محسوس Fo، در سایر پارامترها تفاوت معنی­داری نشان نداد و پس از آن رقم طارم هاشمی بود که نسبت به سایر ژنوتیپ­ها حساسیت کمتری به تنش هوای سرد نشان داد، به­طوری که در این ژنوتیپ کارایی کوانتومی فتوشیمیایی مؤثر فتوسیستم ­II [Y(II)] و ضریب خاموشی فتوشیمیایی (qP) در سطح بالایی حفظ شد و حداکثر کارایی کوانتومی فتوشیمیایی فتوسیستمII  (Fv/Fm) نیز نسبت به سایر ژنوتیپ­ها (به­جز PBS44) کاهش کمتری داشت. بنابراین می­توان از لاین PBS44 و پس از آن رقم طارم هاشمی به‏عنوان متحمل­ترین ژنوتیپ­ها نسبت به تنش هوای سرد نام برد. حال آنکه لاین­های RI96 و IR752 و رقم شیرودی در میزان Fv، Fv/Fm، Y(II) بیشترین کاهش و در Y(NPQ) و Y(NO) بیشترین افزایش را داشتند و در مجموع ژنوتیپ­های حساس به تنش سرمای هوا بودند. اثر تنش سرمای آب بر پارامترهای Fo، Fm، Fv و ETR معنی­دار بود ولی با توجه به اینکه اثر آن بر Fv/Fm، Y(II)، Y(NPQ) و Y(NO)) معنی­دار نبود، بنابراین در مورد ژنوتیپ­های حساس و متحمل به این نوع تنش نمی­توان قضاوت قطعی انجام داد، با این­حال براساس پارامترهای Fo، Fm، Fv و ETR می­توان ژنوتیپ­های RI752 و PBS44 را به‏عنوان متحمل­ترین و ژنوتیپ­های IR96 و شیرودی را حساس‏ترین ژنوتیپ­ها نسبت به تنش سرمای آب معرفی نمود. ژنوتیپ­های مورد بررسی از نظر تحمل به تنش سرمای آب و سرمای هوا عکس­العمل نسبتا مشابهی داشتند با این تفاوت که RI752 که به تنش سرمای هوا تحمل بالایی نشان داده بود در تنش سرمای آب به­‏عنوان حساس­ترین ژنوتیپ شناخته شد. همچنین در نهایت می­توان این روش را به­عنوان روشی سریع، غیر تخریبی و کم­هزینه جهت ارزیابی تحمل ژنوتیپ­های برنج  به تنش سرمای هوا و سرمای آب توصیه نمود.

 

تشکر و قدردانی

بدین­وسیله از مسئولین پژوهشکده ژنتیک و زیست­فناوری طبرستان به‏خاطر حمایت­های مالی جهت انجام این پژوهش تشکر و قدردانی می­گردد.

  1. Shah F, Huang J, Cui K, Nie L, et al. Impact of high-temperature stress on rice plant and its traits related to tolerance. J. Agric. Sci. 2011; 149(5): 545-556.
  2. Pan Y, Wang W, Zhao X, Zhu L, et al. DNA methylation alterations of rice in response to cold stress. Plant Omics J. 2011. 4(7): 364- 369.
  3. Lee DG, Ahsan N, Lee SH, Kang KY, et al. An approach to identify cold-induced low-abundant proteins in rice leaf. C. R. Biol. 2007; 330: 215-225.
  4. Hassibi P, Moradi F, Nabipuor M. Screening of rice genotypes for low temperature by chlorophyll fluorescence. Iran J. Crop Sci. 2007; 9: 14-31.
  5. Hasanuzzaman, M, Nahar, K, Fujita, M. Extreme temperature responses, oxidative stress and antioxidant defense in plants. In Vahdati K, Leslie CH, (eds) Abiotic stress - Plant responses and applications in agriculture. InTech, Croatia; 2013; 169-205.
  6. Paeizi M, Shariati M. [Effect of cold stress on PSII efficiency of dunaliella salina using chlorophyll fluorescence kinetics]. J. Cell Tissue. 2012; 2(4): 395-40 5. Persian
  7. Kuroki M, Saito K, Matsuba S, Yakogami N, et al. Aquantitative trait locus for cold tolerance at the booting stage on rice choromosome 8. Theor. Appl. Genet. 2007; 115: 593-600.
  8. Morsy MR, Jouvel L, Hausman JF, Hoffmann L, et al. Alteration of oxidative and carbohydrate metabolism under abiotic stress in tow rice (Oryza sativa L.) genotypes contrasting in chilling tolerance. J. Plant. Physiol. 2007; 164(2): 157-167.
  9. Ghorbani A, Zarinkamar F, Fallah A. Effect of cold stress on anatomical and morphological traits of two tolerance and sensitive rice (Oryza sativa L.) cultivars at germination stage]. J. Cell Tissue. 2011; 2(3): 235-244. Persian

10. Guo-li W, Zhen-fei G. Effects of chilling stress on photosynthetic rate and chlorophyll fluorescence parameter in seedling of two rice cultivars differing in cold tolerance. Rice Sci. 2005; 12(3): 187-191.

11. Allen DJ, Ort DR. Impact of chilling temperature on photosynthesis in warm climate plants. Trends Plant Sci. 2001; 6(1): 36-42.

12. Karbalaei MY. [Evaluation of cold stress tolerance among different rice (Oryza sativa L.) cultivars in germination stage]. Final Report. Rice Research Institute of Iran, Deputy of Mazandaran (Amol). 2004; 55 p. Persian.

13. Shimono H, Hasegawa T, Kazuto I. Response of growth and grain yield in paddy rice to cool water at different growth stages. Field Crops Res. 2002; 73(1): 67- 76.

14. Zhao GZ, Liu JX, Yang SJ, Yea JD, et al. Effect of cold-water irrigation on grain quality traits in Japonica rice varieties from Yunnan province of China. Rice Sci. 2009; 16(3): 201-209.

15. Hu WH, Zhou YH, Du YS, Xia XJ, et al. Differential response of photosynthesis in greenhouse and field ecotypes of tomato to long-term chilling under low light. J. Plant Physiol. 2006; 163: 1236- 1246.

16. Mohsenzadeh S, Karimi Andani J, Mohabatkar H. [Study of the physiological response and sequencing of a responsive gene to cold stress in four susceptible and resistant wheat cultivars]. Iranian J. Field Crop Sci. 2010; 41(3): 613-621. Persian.

17. Baker NR. A possible role for photosystem II in environmental perturbation of photosynthesis. Physiol. Plant. 1991; 81: 563-570.

 

18. Terzaghi WB, Fork DC, Berry JA, Field CB. Low and high temperature limits PSII. Plant Physiol. 1989; 91:1494- 1500.

19. Apostolova EL, Dobrikova AG, Ivanova PI, Petkanchin IB, et al. Relationship between the organization of the supercomplex and functions of  the photosynthetic apparatus. J. Photochem. Photobiol. B Biol. 2006; 83(2): 114-122.

20. Baker NR. Chlorophyll fluorescence: a probe of photosynthesis in vivo. Annu. Rev. Plant Biol. 2008; 59: 89-113.

21. Laz´ar, D. Chlorophyll a fluorescence induction. Biochim. Biophys. Acta. 1999. 1412; 1–28.

22. Roháček K, Soukupová J, Barták M. Chlorophyll fluorescence: A wonderful tool to study plant physiology and plant stress. In Schoefs B, (eds). Plant Cell Compartments - Selected Topics. Research Signpost, Kerala, India, 2008; 41-104.

23. Maxwell K, Johnson GN. Chlorophyll fluorescence– a practical guide. J. Exp. Bot. 2000; 51: 659–668.

24. Sayed OH. Chlorophyll fluorescence as a tool in cereal crop research. Photosyntetica. 2003; 41(3): 321-330.

25. Mehata P, Jajoo A, Mathur S, Bharti S. Chlorophyll a fluorescence study revealing effects of high salt stress on photosystem II in wheat leaves. Plant Physiol. Biochem. 2010; 48(1): 16-20.

26. Bo SH, Jing J, Wei Dong Y, Ye yang F, et al. QTL analysis of chlorophyll fluorescence parameters in rice seedling under salt stress. Chin. J. Rice. Sci. 2009; 23(3): 319-322.

27. Yaman K, Kawasaki M, Taniguchi M, Miyake H. Correlation between chloroplast ultrastracture and chlorophyll fluorescence characteristics in the leaves of rice (Oryza sativa L.) grown under salinity. Plant Prod. Sci. 2008; 11(1): 139 - 145.

28. Zlatev Z. Drought-induced changes in chlorophyll fluorescence of young wheat plants. Biotechnol.Biotechnol. Eq. 2009; 23(4): 438-441.

29. Bertin P, Kinet JM, Bouharmont Y. Evaluation of chilling sensitivity in different rice varieties. Relationship between screening procedures applied during germination and vegetative growth. Euphytica. 1996; 89(2): 201-210.

30. Schapendonk AHCM, Dolstra O, Van Kooten O. The use of chlorophyll fluorescence as a screening method for cold tolerance in maize. Photosynth. Res. 1989; 20: 235-247.

31. Strauss AJ, Kruger GHJ, Strasser RJ, Van Heerden PDR. Ranking of dark chilling tolerance in soybean genotypes probed by the chlorophyll a fluorescence transient O-J-I-P. Environ. Exp. Bot. 2006; 56: 147-157.

32. Hakam P, khanizade S, Deell JR, Richr C. Assessing chilling tolerance in roses using chlorophyll fluorescence. Hort. Sci. 2000; 35: 184-186.

33. Wegener ChB, Jansen G. Antioxidants in different potato genotypes: Effect of drought and wounding stress. Agric.  2013; 3: 131-146.

34. Sairam RK, Saxena DC. Oxidative stress and antioxidants in wheat genotypes possible mechanism of water stress tolerance. J. Agron. Crop Sci. 2000; 184: 55-61.

36. Huseynova IM, Rustamova SM. Screening for drought stress tolerance in wheat genotypes using molecular markers. Proc. ANAS (Biological Sciences). 2010; 65(5-6): 132-139.

37. Nasiruddin KM, Yasmin S, Toma SM, Crescenzi A. Screening of potato germplasm against abiotic stress and molecular characterization by randomly amplified polymorphic DNA analysis. Acta hortic. 2005; 684: 143-150.

38. Amini Nasab R, Ebrahimi MA, Ebadi AA, Ghodsi M. [Study of genetic variation in iranian rice (Oryza sativa L.) varieties by using molecular markers linked with drought resistance genes]. Crop Biotech. 2012; 2(2): 15-25. Persian.

39. Liu H, Ouyang B, Zhang J, Wang T, et al. Differential modulation of photosynthesis, signaling, and transcriptional regulation between tolerant and sensitive tomato genotypes under cold stress. PLoS ONE. 2012; 7(11): e50785.

40. Kafi M, Bagheri AR, Nabati J, Zare Mehrjerdi Z, et al. [Effect of salinity on some physiological variables of 11 chickpea genotypes under hydroponic conditions]. J. Greenhouse Culture Sci. Technol. 2011; 1(4): 55-69. Persian.

41. Silva MA, Jifon JL, Silva JAGD, Sharma V. Use of physiological parameters as fast tools to screen for drought tolerance in sugarcane. Braz. J. Plant Physiol. 2007; 19(3): 193-201.

42. Baker NR, Rosenqvist E. Applications of chlorophyll fluorescence can improve crop production strategies: an examination of future possibilities. J. Exp. Bot. 2004; 55(403): 1607-1621.

43. Janowiak, F, Adamczyk, J, Krolikowski, Z. Differentiation of chilling tolerance among polish maize Lines as measured by chlorophyll fluorescence method. – In: Proc. 3th Int. Congress Ecophysiological Aspects of Plant Responses to Stress Factors. Kraków; 2000.

44. Fracheboud Y, Haldimann P, Leipner J, Stamp P. Chlorophyll fluorescence as a selection tool for cold tolerance of photosynthesis in maize (Zea mays L.). J. Exp. Bot. 1999; 50: 1533-1540.

45. Herzog H, Olszewski A. A rapid method for measuring freezing resistance in crop plants. J. Agron. Crop. Sci. 1998; 181: 71-79.

46. Yoshida S, Forno DA, Cock JH, Gomez KA. Laboratory manual for physiological studies of rice, International Rice Research Institute. Los Banos. Philippines. 1976; 83.

47. Genty B, Briantais JM, Baker NR. The relationship between the quantum yield of photosynthetic electron transport and photochemical quenching of chlorophyll fluorescence. Biochim. Biophys. Acta. 1989; 990: 87–92.

48. Klughammer C, Schreiber U. Complementary PSII quantum yields calculated from simple fluorescence parameters measured by PAM fluorometry and the saturation pulse method. PAM Application Notes. 2008; 1: 27-35.

49. Li GM, Liu BB, Wu Y, Zou ZR. Interactive effects of drought stresses and elevated CO2 concentration on photochemistry efficiency of cucumber seedlings. J. Integr. Plant Biol. 2008; 50(10): 1307-1317.

50. Zlatev Z, Yordanov T. Effect of soil drought on photosynthesis and chlorophyll fluorescence in bean plants. Bulg. J. Plant Physiol. 2004; 30(3-4):3-18.

51. Roosta HR, Sajjadinia A. Studying the effect of cold stress on green basil, violet basil, tomato and lettuce using chlorophyll fluorescence technique. Environ. Stresses Crop Sci. 2010; 3(1): 1-8.

52. Darvish Balouchi M, Paknejad F, Kashani A, Ardakani MR, et al. [Effect of water stress and foliar spraying of trace elements on chlorophyll fluorescence parameters, chlorophyll content, relative water content, membrane stability and yield of corn]. Iranian J. Field Crop Sci. 2010; 41(3): 531-543. Persian.

53. Xia A, Li Y, Zou D. Effects of salinity stress on PSII in Ulva lactuca as probed by chlorophyll fluorescence measurements. Aquat. Bot. 2004; 8: 129-137.

54. Li XG, Duan W, Meng QW, Zou Q, et al. The function of chloroplastic NAD(P)H dehydrogenase in tobacco during chilling stress under low irradiance. Plant Cell Physiol. 2004; 45(1): 103-108.

55. Chaves M, Flaxes J, Pinheiro C. Photosynthesis under drought and salt stress regulation mechanism from whole plant to cell. Ann. Bot. 2009; 103: 551-556.

56. Demmig-Adams B, Adams WWIII. Xanthophyll cycle and light stress in nature, uniform response to excess direct sunlight among higher plant species. Planta. 1996; 198: 460–470.

57. Ort DR, Baker NR. A photoprotective role for O2 as an alternative electron sink in photosynthesis. Curr. Opin. Plant Biol. 2002; 5: 193–198.

58. Abdeshahian M, Nabipour M, Meskarbashee M. Chlorophyll fluorescence as criterion for the diagnosis salt stress in wheat (Triticum aestivum) plants. Int. J. Chem. Biol. Eng. 2010; 3(4): 184-186.

59. Kramer DM, Johnson G, Kiirats O, Edwards GE. New fluorescence parameters for the determination of QA redox state and excitation energy fluxes. Photosynth. Res. 2004; 79: 209–218.

60. Misra AN, Misra M, Singh R. Chlorophyll Fluorescence in Plant Biology, Biophysics, A.N. Misra (Ed), Biophysics, InTech, 2012: 171-194.

61. Baker N.R, Horton P. Chlorophyll fluorescence quenching during photoinhibition. In: Photoinhibition (D.J. Kyle, C.B. Osmond, C.J. Arntzen, (eds.) Elsevier Scientific Publisher, Amsterdam; 1987; 85-94.

62. Moradi F, Ismail AM. Responses of photosynthesis, chlorophyll fluorescence and ROS-scavening system to salt stress during seedling and reproductive stage in rice. Ann. Bot. 2007; 99(6): 1161- 1173.

63. Hasan R, Kawasaki M, Taniguchi M, Miyake V. Salinity stress induces granal development in bundle sheath chloroplast of maize, an NADP-malic enzyme-type C4 plant. Plant Prod. 2006; 9: 256-265.

64. Hajiboland R, Amirazad F. [Photochemistry and gas exchange in cold conditions in Zn-deficient red cabbage (Brassica oleracea L. var. capitata f. rubra) plants]. Folia Hort. 2012; 24(1): 3-11.

65. Hasani Z, Pirdashti H, Yaghoubian Y, Nouri MZ. Effect of Cold Air and Water Temperature on some Morphological Parameters of Rice (Oryza sativa L.) Genotypes. Caspian J. Appl. Sci. Res. 2013; press.