ارزیابی میزان همزیستی، فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانتی و شاخص خطر و سلامت گشنیز تحت سمیت کادمیوم و کاربرد قارچ‌های مایکوریزا

نوع مقاله: علمی - پژوهشی

نویسندگان

دانشگاه فردوسی مشهد، دانشکده کشاورزی، گروه علوم باغبانی، مشهد، ایران

چکیده

هدف: هدف از این مطالعه بررسی تلقیح دو گونه قارچ مایکوریزا بر برخی خصوصیات رشدی، درصد همزیستی،فعالیت آنزیم­های آنتی‏اکسیدانتی و شاخص خطر و سلامت گشنیز تحت تنش فلز سنگین کادمیوم است.
مواد و روش‏ها: این تحقیق به‏صورت گلدانی در گلخانه‌ تحقیقاتی گروه علوم باغبانی و مهندسی فضای سبز دانشگاه فردوسی مشهد در سال 1397 به‏صورت فاکتوریل در قالب طرح کاملا تصادفی با 2 فاکتور و در 3 تکرار انجام شد. فاکتور اول نیترات کادمیوم در 4 سطح 0، 20، 40 و80 میلی­گرم در کیلوگرم خاک و فاکتور دوم قارچ مایکوریزا در 3 سطح عدم تلقیح باقارچ و تلقیح با قارچ‌هایGlomus mosseae  و Glomus intraradices بود.
نتایج: نتایج نشان داد که با افزایش غلظت کادمیوم مقادیر زیست ‌توده تر اندام هوایی، سطح برگ، تعداد بذر، وزن هزار دانه، درصد همزیستی، پروتئین محلول، فعالیت آنزیم‌های کاتالاز، آسکوربات پراکسیداز، گایکول پراکسیداز، پلی‏فنول ­اکسیداز در گیاه گشنیز به‏طور معنی‌داری کاهش پیدا کرد؛ ولی مقادیر مالون­دی‌آلدئید و شاخص خطر و سلامت افزایش یافت. درحالی‏که کاربرد قارچ­­های مایکوریزا توانست اثرات زیان‌بار کادمیوم را در گیاه کاهش دهد، به­­طوری‏که باعث کاهش 1/47 درصدی شاخص خطر و سلامت و 2/17 درصدی مالون‌دی‌آلدئید در گیاه شدند.
نتیجه‏گیری: براساس دست‏آوردهای این پژوهش در شرایط تنش فلز سنگین کادمیوم استفاده از قارچ‌های مایکوریزا تاثیر به‏سزایی در بهبود اثرات مضر کادمیوم در گیاه گشنیز داشت، به‌طوری‏که باعث اصلاح شاخص خطر و سلامت برای مصرف­کنندگان شد و استفاده از قارچ‌های مایکوریزا به‌عنوان راهکاری مدیریتی در مناطق آلوده به این فلز سنگین توصیه می‌شود.
 

کلیدواژه‌ها


مقدمه

یکی از مباحث چالش برانگیز در جهان امروز و مهم‏ترین آلاینده‌های محیط زیست فلزات سنگین هستند که شامل عناصری با عدد اتمی بالاتر از 20 و چگالی بالاتر از 5 گرم بر سانتی‌متر می‌باشند (1). در بین فلزات سنگین، کادمیوم با نیمه‌عمر زیستی حدودا 20 سال، قابلیت تحرک بالای آن در خاک و جذب توسط گیاه دارای سمیت قابل ‌توجهی می‌باشد (2). کادمیوم یکی از فلزات سنگین دو ظرفیتی و به­عنوان یک ماده سرطان‌زا شناخته شده که عامل اثرگذاری در ایجاد بیماری‌های قلبی، فشار خون، جنین ناقص و جهش ژنی می‌باشد (3). کادمیوم در خاک بسیار متحرک است و در صورت حضور در محیط ریشه به‏راحتی توسط گیاه جذب و به قسمت‌های هوایی گیاه منتقل و در اندام­های مختلف آن مانند برگ، میوه و دانه انباشته می‌گردد (4)، که باعث تغییرات نامطلوبی در خصوصیات فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی گیاه می‌شود (5 و 6). کادمیوم در غلظت‌های بسیار پایین هم برای طیف وسیعی از گیاهان سمی است. به‏طوری‏که در غلظت‌های بالاتر از ۵ تا۱۰ میکروگرم بر وزن خشک گیاه می‌تواند باعث مرگ گیاه شود (7). از اثرات نامطلوب تجمع کادمیوم می‌توان به کاهش جوانه‌زنی، مهار رشد ریشه، ساقه، کاهش سطح برگ، کلروزه شدن برگ‌ها، اختلال در جذب آب و اختلال در جذب مواد غذایی اشاره کرد (8 و 9). از دیگر آسیب‌هایی که ﻓﻠﺰات ﺳﻨﮕﻴﻦ ایجاد می‌کنند، افزایش تولید ﮔﻮﻧﻪ فعال اﻛﺴﻴﮋن ﻣﺎﻧﻨﺪ ﺳﻮﭘﺮاﻛﺴﻴﺪﻫﺎ، رادﻳﻜﺎل اﻛﺴﻴﮋن، هیدروکسل و ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪﻫﺎ میﺑﺎﺷﻨﺪ (10). در ﺻﻮرت ﻋﺪم ﺗﻨﻈﻴﻢ ﻏﻠﻈﺖ فلزات سنگین، ﺳﺒﺐ آسیب به ﭘﺮوﺗﺌﻴﻦها، تغییر در فرایندهای رشد، چرخه سلولی، DNA و غشا می‌گردند (11و 2). از آن‏جاکه یکی از مهم‌ترین راه‌های قرارگیری انسان در معرض کادمیوم، دریافت این عنصراز طریق غذاست، ارزیابی و کنترل مقدار آلودگی منابع غذایی و شناسایی منابع آلاینده و تعدیل یا حذف آن‌ها نقش چشمگیری در سلامت و طول عمر انسان دارد. هنگامی‌که فلزات سنگین به‌صورت عنصر یا مواد آلی فلزی حضور دارند، می­توانند تاثیر قابل‌توجهی بر سلامت جوامع انسانی داشته باشند. زیست‌پالایی از جمله این روش‌ها می­باشد که در سال‌های اخیر برای جذب عناصر سنگین بسیار مورد توجه قرارگرفته است. استفاده از عوامل زیستی مانند گیاهان، جلبک‌ها، قارچ‌ها و باکتری‌ها در این رهیافت حائز اهمیت بسیاری است (12). از جمله راهکارهای افزایش مقاومت گیاهان در خاک‌های آلوده استفاده از قارچ‌های همزیست مانند قارچ‌های آربوسکولار مایکوریزا با ریشه گیاهان می‌باشد (13). قارچ‌های آربوسکولار مایکوریزا یکی از مهم‏ترین میکروارگانیسم­های خاک محسوب می‌شود که با اکثر گیاهان رشد کرده در مناطق آلوده به فلزات سنگین روابط همزیستی دارند (14). قارچ‌های مایکوریزا از طریق رابطه‌ی همزیستی با ریشه گیاهان موجب افزایش آب، عناصر غذایی در گیاهان شده و آن‏ها را در مقابل تنش‌های زنده و غیرزنده کمک می‌کند و موجب بهبود رشد و عملکرد در گیاهان می­شوند (15). همچنین با بهبود ساختمان خاک از طریق اتصال ذرات خاک به یکدیگر موجب افزایش رشد گیاهان می‌شوند (16). مصرف سبزی‌ها در سال‌های اخیر به­ویژه در بین جوامع شهری رو به فزونی است که ناشی از افزایش آگاهی عمومی از ارزش مفید غذاهای حاوی سبزی‌ها است (17). یکی از سبزی‌های پر مصرف گشنیز می‌باشد. گشنیز (Coriandrum sativum L.) گیاهی یکساله و علفی از خانواد چتریان (Apiaceae) است، که به­عنوان سبزی و گیاه دارویی نقش ویژه‌ای در برنامه غذایی انسان دارد.  اندام‌های مختلف گیاه از جمله برگ، ساقه و ریشه آن کاربرد خوراکی، آرایشیو دارویی دارد (18و 19). از دیگر کاربردهای آن می‌توان به­عنوان هضم­کننده غذا، اشتها­آور، برطرف کننده دردهای عضلانی و دارا بودن اثرات آرامش­بخشی است (20). هدف از این مطالعه بررسی تاثیر قارچ‌های مایکوریزا بر برخی ویژگی‌های رشدی، درصد همزیستی، فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدانتی و شاخص خطر و سلامت گشنیز تحت تنش فلز سنگین کادمیوم است.

 

 

مواد و روش‌ها

این آزمایش به­صورت گلدانی در گلخانه‌ گروه علوم باغبانی و مهندسی فضای سبز دانشگاه فردوسی مشهد (واقع در عرض جغرافیایی 36 درجه و 18 دقیقه شمالی و طول جغرافیایی 59 درجه و 31 دقیقه شرقی و ارتفاع 985 متری از سطح دریا) براساس آزمایش فاکتوریل در قالب طرح کاملا تصادفی با 2 فاکتور و در 3 تکرار انجام شد. فاکتور اول کاربرد نیترات کادمیوم در 4 سطح 0، 20، 40 و 80 میلی‌گرم در کیلوگرم خاک (به‏ترتیب دارای 0، 002/0، 004/0 و 008/0 درصد کادمیوم) که این غلظت‌ها بر پایه پژوهش‌های پیشین (21 و22) انتخاب شد. و فاکتور دوم قارچ مایکوریزا در 3 سطح بدون تلقیح قارچ و تلقیح با قارچ‌هایGlomusmosseae  و Glomus intraradicese (200 گرم بستر حاوی مسیلیوم و قارچ به خاک هر گلدان) بود. مخلوط خاک مورد استفاده شامل خاک زراعی، خاک ‌برگ و ماسه به نسبت 1:1:1 بود (جدول1).

 

جدول 1: نتایج تجزیه واریانس تاثیر قارچ‌های مایکوریزا بر صفات رشدی و درصد همزیستی گشنیز تحت تنش کادمیوم.

منابع تغییرات

درجه آزادی

 

 

میانگین مربعات

 

 

 

 

 

زیست توده تر اندام هوایی

زیست توده تر کل گیاه

سطح برگ

 

تعداد بذر

وزن هزار دانه

درصد همزیستی

کادمیوم

3

**44/89

**95/92

**6/14608

**44/3594

**82/16

**88/2901

مایکوریزا

2

**21/17

**84/18

**8/7499

**71/1210

**33/1

**11/4644

کادمیوم × مایکوریزا

6

**93/1

**96/1

**5/561

**88/214

**75/0

**52/229

خطا

24

25/0

25/0

6/6

12/10

02/0

11/4

ضریب تغییرات

 

33/5

24/5

59/2

94/4

11/2

52/4

** معنی‏دار در سطح احتمال 1 درصد.

 

سطوح مختلف نیترات کادمیوم و قارچ مایکوریزا به خاک مورد نظر قبل از کاشت اضافه شد. نحوه‌ی آماده­سازی تیمارهای حاوی نیترات کادمیوم به این شرح بود که غلظت‌های مشخص آن را در یک لیتر آب مقطر برای حجم خاک یک گلدان (12 کیلوگرم) حل کرده و بر روی خاکی که بر روی پلاستیک به ضخامت 1 یا 2 سانتی‌متر پهن شده بود، اسپری شد. به­منظور این‏که شرایط آلودگی تا حدی شبیه به شرایط طبیعی باشد، نمونه­های تیمار شده تا حد ظرفیت زراعی، مرطوب و به­مدت 15 روز در این شرایط نگه­داشته شدند. نیتروژن اضافه شده به خاک توسط نمک نیترات کادمیوم، با اضافه کردن مقادیر محاسبه شده با استفاده از اوره به تیمارهای مختلف اصلاح شد. پس از اعمال تیمارها و آماده‌سازی خاک، بذرها به‌طور مستقیم در گلدان­ها کشت شدند. ابتدا تعداد 20 بذر در هر گلدان کاشته و پس از استقرار گیاهان، تنک کردن در مرحله 6-4 برگی انجام و تعداد بوته­ها به 8 عدد در سطح هر گلدان (در گلدان‌های با قطر دهانه 30 و ارتفاع 40 سانتی‌متر) رسانده شد. در طول دوره رشد گیاهان کلیه اعمال زراعی شامل آبیاری (براساس نیاز گیاه و هر 2 تا 3 روز یک‏بار انجام شد) و دفع علف­های­هرز به­طور یکنواخت در بین تیمارها انجام شد. اندازه­گیری صفات در مرحله گلدهی صورت گرفت. صفات مورد اندازه­گیری شامل زیست توده تر اندام هوایی و کل گیاه، سطح برگ، تعداد بذر و وزن هزاردانه، درصد همزیستی، میزان پروتئین و فعالیت آنزیم‏های آنتی­اکسیدانتی، میزان مالون‏دی‏آلدئید و تعیین شاخص خطر و سلامت در گیاه بود.

زیست توده تر: با اندازه‏گیری وزن تر اندام هوایی (با استفاده از ترازویی با دقت 001/0 گرم) به‏دست آمد.

سطح برگ: جهت سنجش سطح برگ از دستگاه سنجش سطح برگ (مدل LI-COR – 3100) استفاده شد.

تعیین درصد همزیستی: ﯾﮏ ﮔﺮم از رﯾﺸﻪ­ﻫﺎی ﻇﺮﯾﻒ و رﯾـﺰ از ﻫﺮ ﮔﻠﺪان اﻧﺘﺨﺎب و با آب مقطر شستشو و به قطعات یک سانتی‌متری برش داده شد. جهت شفاف­سازی قطعات ریشه، آن‏ها‌ را به­مدت 45 دقیقه در محلول هیدروکسید پتاسیم 10 درصد در حمام آب گرم 90 درجه سانتی­گراد قرار داده شد. در مرحله‌ بعد ریشه‌ها را برای خارج شدن اثر محلول پتاسیمی به­خوبی با آب مقطر شستشو داده، سپس قطعات ریشه به­مدت 3 الی 5 دقیقه در محلول اسید کلریدریک 1 درصد قرار گرفتند. ریشه‌ها در محلول 05/0 درصد تریپان بلو در لاکتوگلیسرول به­مدت 5 دقیقه رنگ­آمیزی شد. برای رنگ‌بری، قطعات ریشه در محلول رنگ­بر لاکتوگلیسرول قرار گرفت. در این روش اندام‌های قارچی به­رنگ آبی مشاهده شدند (23) و برای تعیین درصد همزیستی از روش تلاقی خطوط مشبک استفاده شد (24).

تهیه عصاره آنزیمی: جهت سنجش میزان پروتئین و فعالیت آنزیم‏های آنتی ­اکسیدانتی مختلف نیاز است که از نمونه­های گیاهی عصاره پروتئینی تهیه شود. بدین منظور 5/0 گرم از نمونه تازه گیاهی در پنج میلی‏لیتر بافر فسفات پتاسیم 50 میلی‏مولار حاوی پلی‏وینیل پیرولیدین(PVP) یک درصد و EDTA یک میلی‏مولار ساییده و عصاره‏گیری انجام شد. تمامی مراحل فوق در داخل یخ انجام گرفت. سپس عصاره‏ها به‏مدت 20 دقیقه در دمای 4 درجه سانتی‏گراد با 5000 دور در دقیقه سانتریفیوژ، محلول شفاف رویی جهت سنجش فعالیت آنزیم‏های آنتی­ اکسیدانتی و پروتئین محلول مورد استفاده قرار گرفت (25).

پروتئین محلول: برای سنجش میزان پروتئین محلول در گیاه، به لوله‏های آزمایش ابتدا 5 میلی‏لیتر معرف بیوره و سپس100 میکرو‏لیتر عصاره پروتئینی افزوده و به­سرعت هم­زده شد و در نهایت جذب آن در طول موج 595 نانومتر با دستگاه اسپکتروفتومتر خوانده شد. غلظت پروتئین با استفاده از منحنی استاندارد آلبومین محاسبه شد (26).

فعالیت آنزیم کاتالاز: روش‏های مختلفی برای سنجش فعالیت آنزیم کاتالاز وجود دارد؛ اما به­طور کلاسیک، فعالیت این آنزیم را از روی تغییرات غلظت پراکسید هیدروژن در طول موج 240 نانومتر ارزیابی می‏کنند (27). جهت اندازه‏گیری، مخلوط واکنش (3 میلی‏لیتر) شامل بافر فسفات پتاسیم 50 میلی‏مولار، آب اکسیژنه 15 میلی‏مولار و 100 میکرولیتر عصاره آنزیمی تهیه شد که با اضافه کردن آب اکسیژنه به مخلوط واکنش، واکنش شروع و کاهش در جذب آب اکسیژنه در مدت 30 ثانیه در طول موج 240 نانومتر با دستگاه اسپکتروفتومتر اندازه‏گیری شد. برای محاسبه واحد آنزیمی از ضریب خاموشی معادل mM-1 Cm-140 استفاده شد.

فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز: مخلوط واکنش جهت اندازه­گیری فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز شامل بافر فسفات 50 میلی‏مولار (7pH=)، آسکوربات 5/0 میلی‏مولار، آب اکسیژنه 1/0 میلی‏مولار و 150 میکرولیتر عصاره آنزیمی بود تا واکنش اکسیداسیون توسط آنزیم موجود در بافت گیاهی انجام شد. فعالیت آنزیم براساس اکسیداسیون اسید آسکوربیک و کاهش جذب در طول موج 290 نانومتر به­مدت 2 دقیقه اندازه‏گیری شد. برای محاسبه واحد آنزیمی از ضریب خاموشی معادلmM-1 Cm-18/2 استفاده شد (28).

فعالیت آنزیم گایاکول پراکسیداز: جهت سنجش فعالیت آنزیم گایاکول پراکسیداز از روش پلوا و همکاران (29) استفاده شد.

فعالیت آنزیم پلی‏فنل‏اکسیداز: جهت سنجش فعالیت آنزیم پلی‏فنل‏اکسیداز از پیروگالل به‏عنوان پیش­ماده آنزیم استفاده شد. مخلوط واکنش شامل 5/2 میلی‏لیتر بافر فسفات پتاسیم 50 میلی‏مولار (7pH=)، 200 میکرولیتر پیروگالل 02/0 مولار و 100 میکرولیتر عصاره آنزیمی بود. جذب نمونه‏ها در طول موج 420 نانومتر و بعد از سه دقیقه در دستگاه اسپکتروفتومتر خوانده شد. برای محاسبه واحد آنزیمی از ضریب خاموشی معادلmM-1 Cm-12/6 استفاده شد (30).

میزان مالون‏دی‏آلدئید: برای سنجش میزان آسیب به غشاها می­توان با اندازه­گیری مقدار مالون­دی­آلدئید (MDA) که به‏عنوان فراورده نهایی پراکسیداسیون لیپیدهای غشا است، میزان آن را تعیین کرد که با استفاده از روش دیوی و همکاران (31) در دو طول موج 532 و 600 نانومتر قرائت شد. در نهایت برای تعیین غلظت مالون‏دی‏آلدئید از فرمول زیر با ضریب خاموشی 155 میلی‏مولار بر سانتی‏متر استفاده شد.

MDA= (A532-A600/155) ×1000

شاخص خطر و سلامت: میزان کادمیم گیاه با استفاده از دستگاهICP (مدلICP-OES) اندازه­گیری شد. به­منظور ارزیابی خطر سلامت برای مصرف کنندگان براساس مصرف محصولات آلوده با فلز با استفاده از شاخص خطر و سلامت (HRI) مشخص شد. اگر (HRI< 1) باشد هیچ خطری برای جمعیت در معرض وجود نداشت، اما اگر شاخص خطر بالاتر از یک باشد خطر برای مصرف­کنندگان وجود خواهد داشت. برای محاسبه شاخص خطرپذیری از فرمول ارائه شده توسط سازمان حفاظت از محیط زیست آمریکا (USEPA) استفاده شد (32).

HRI = DIM / RFD

DIM = CV× CF × DFI / BAW

(CV: غلظت فلز سنگین درگیاه میلی‌گرم بر کیلوگرم بر اساس وزن خشک گیاه، CF: عامل تبدیل وزن سبزیجات تازه به خشک براساس میلی‌گرم بر کیلوگرم، DFI: مصرف روزانه (افراد بالغ (345/0) و کودکان (232/0)، BAW: وزن بدن انسان (افراد بالغ (کیلو‌گرم 9/55) و کودکان (کیلوگرم 7/32)، RFD: دوز مرجع کادمیوم (001/0) در سبزیجات می‏باشد که توسط سازمان بهداشت جهانی اعلام شده است).

 

تحلیل آماری

برای تجزیه‌ و تحلیل داده‌ها از نرم‌افزار  Minitab17استفاده شد. مقایسه میانگین­ها بر اساس آزمون Bonferroni در سطح احتمال 5 درصد انجام شد. همچنین برای رسم نمودارها از نرم‌افزارExcel 2016  استفاده شد.

 

نتایج

زیست توده تر اندام هوایی و کل گیاه

نتایج تجزیه واریانس اثرات ساده و متقابل تیمارها نشان داد که تاثیر قارچ‌های مایکوریزا و فلز سنگین بر زیست توده تر اندام هوایی و کل گیاه گشنیز معنی­دار بود (جدول1). مقایسه میانگین داده­ها نشان داد که با افزایش سطح کادمیوم خاک، زیست توده تر اندام هوایی و کل گیاه گشنیز به‌طور معنی­داری کاهش پیدا کرد. به‏طوری‏که کاهش آن در گیاهان تلقیح نشده با قارچ بیشتر از گیاهان تلقیح شده با قارچ بود. بیش‏ترین مقدار زیست توده تر اندام هوایی (71/15 گرم در بوته) و زیست توده تر کل گیاه (07/16 گرم در بوته) در تیمار شاهد (بدون تنش کادمیوم و کاربرد قارچ Glomus mosseae) حاصل شد، در حالی‌که کم‏ترین مقدار زیست توده تر اندام هوایی (36/4 گرم در بوته) و زیست توده تر کل گیاه (72/4 گرم در بوته) در تیمار 80 میلی­گرم در کیلوگرم خاک نیترات کادمیوم و بدون اعمال قارچ مایکوریزا به‏دست آمد (جدول2). نتایج همبستگی بین صفات نشان داد که بین زیست توده تر اندام هوایی و کل گیاه و فعالیت آنزیم گایکول پراکسیداز همبستگی مثبتی (به‏ترتیب 902/0 و 901/0) در سطح احتمال یک درصد وجود دارد (جدول3).

جدول2: مقایسه میانگین تاثیر قارچ‌های مایکوریزا بر برخی خصوصیات رشدی، پروتئین محلول و مالون‏دی‏آلدئید گشنیزتحت تنش کادمیوم.

مالون دی آلدئید

(mg-1 g Fw)

پروتئین محلول

(mg-1 g Fw)

وزن هزار دانه (g)

تعداد بذر

سطح برگ(cm2)

زیست توده تر کل گیاه (g/plant)

زیست توده تر اندام هوایی (g/plant)

*مایکوریزا

نیترات کادمیوم (mg/kg)

120/0f

066/0ab

65/7b

33/71cd

33/98d

c36/11

15/11c

0

 

153/0ef

062/0a-c

46/8a

44/90a

95/170a

07/16a

a71/15

1

0

173/0ef

062/0a-c

70/7b

86ab

63/146b

b47/13

b17/13

2

217/0e

067/0a

38/7bc

55/70cd

23/79e

54/9de

de39/9

0

20

193/0ef

061/0bc

01/7cd

55/83ab

79/144bc

c32/11

c04/11

1

207/0e

061/0c

02/7cd

33/78bc

71/137c

cd33/10

cd10

2

 

367/0cd

059/0cd

59/6d

44/57f

88/96f

fg31/7

fg16/7

0

40

317/0d

056/0de

15/7c

78/58ef

88/96d

d-f85/8

d-f61/8

1

357/0d

060/0cd

96/6cd

66/67de

67/90d

ef62/8

ef40/8

2

 

540/0a

045/0f

66/3f

67/11h

96/34h

h72/4

h36/4

0

80

447/0bc

051/0e

31/5e

49fg

40/54g

g75/6

g57/6

1

457/0ab

051/0e

25/5e

33/47g

99/53g

g70/6

g55/6

2

* 0، 1 و 2 : به ترتیب نشان دهنده عدم تلقیح، تلقیح با Glomus mosseae و Glomus intraradices.

 

جدول3: مقادیر ضرایب همبستگی صفات مورد مطالعه در این پژوهش

12

11

10

9

8

7

6

5

4

3

2

1

صفات

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

1

1 - زیست توده تر اندام هوایی

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

1

**1

2 - زیست توده تر کل گیاه

 

 

 

 

 

 

 

 

 

1

**924/0

**919/0

3 - سطح برگ

 

 

 

 

 

 

 

 

1

**884/0

**873/0

**871/0

4 - تعداد بذر

 

 

 

 

 

 

 

1

**917/0

**802/0

**858/0

**858/0

5 - وزن هزار دانه

 

 

 

 

 

 

1

**685/0

**792/0

**946/0

**805/0

**798/0

6 - درصد همزیستی

 

 

 

 

 

1

446/0**

**882/0

**826/0

**624/0

**702/0

**705/0

7 - پروتئین محلول

 

 

 

 

1

**695/0

**287/0

**682/0

**584/0

**445/0

**635/0

**641/0

8 - کاتالاز

 

 

 

1

**317/0

**594/0

**788/0

**629/0

**783/0

**892/0

**799/0

**795/0

9 - آسکوربات پراکسیداز

 

 

1

**807/0

**736/0

**851/0

**651/0

**864/0

**869/0

**827/0

**901/0

**902/0

10 - گایاکول پراکسیداز

 

1

**514/0

**560/0

**213/0

**587/0

**611/0

**636/0

**717/0

**631/0

**470/0

**463/0

11 - پلی‌فنل پراکسیداز

1

**617/0-

**952/0-

**811/0-

**623/0-

**877/0-

**665/0-

**897/0-

**879/0-

**825/0-

**863/0-

**864/0-

12- مالون دی آلدئید

**907/0

**650/0-

**880/0-

**657/0-

**625/0-

**881/0-

**626/0-

**949/0-

**914/0

**765/0-

**832/0-

**833/0-

13- شاخص خطر و سلامت

**و* به ترتیب  معنی‏دار در سطح احتمال 1 و 5 درصد

سطح برگ، تعداد بذر و وزن هزار دانه

نتایج حاصل از آنالیز واریانس نشان داد (جدول1) که تاثیر سطوح مختلف کادمیوم و میکوریزا و اثرات متقابل آن‌ها بر میزان سطح برگ، تعداد بذر و وزن هزار دانه گیاه گشنیز در سطح احتمال یک درصد معنی­دار شد (جدول1). مقایسه میانگین اثرات متقابل کادمیوم و قارچ مایکوریزا نشان داد مقادیر صفات مذکور در تیمارهای میکوریزایی و شاهد با افزایش غلظت کادمیوم روند کاهشی داشت با این تفاوت که این روند کاهشی در گیاهان غیرهمزیست به‏مراتب بیش‏تر بود. براساس نتایج مقایسه میانگین داده­ها (جدول2) کم‏ترین سطح برگ (96/34 سانتی‌متر مربع در گیاه)، تعداد بذر در بوته (66/11 عدد)، وزن هزار دانه (66/3 گرم در گیاه) در تیمار عدم تلقیح با قارچ مایکوریزا و کاربرد 80 میلی‌گرم در کیلو‌گرم نیترات کادمیوم خاک به‏دست آمد. درحالی‏که کاربرد قارچ­های مایکوریزا موجب بهبود صفات شد. به­طوری­که بالاترین مقدار صفات مذکور در تیمار تلقیح با قارچ مایکوریزا در تمامی سطوح نیترات کادمیوم به‏دست آمد.

 

درصد همزیستی

نتایج حاصل از تجزیه واریانس داده‌ها نشان داد (جدول1) که تیمار فلز سنگین به­طور معنی­داری درصد همزیستی قارچ­ها را با ریشه گشنیز تحت تاثیر قرار دادند. به‌طوری‌که اثرات ساده و متقابل کادمیوم و قارچ مایکوریزا در سطح احتمال یک درصد معنی‌دار شد. کم‏ترین میزان همزیستی (3/12 درصد) در تیمار80 میلی‌گرم در کیلوگرم خاک نیترات کادمیوم و عدم کاربرد قارچ مایکوریزا مشاهده شد. در حالی‏که بالاترین میزان هم‏زیستی (79 درصد) در تیمار بدون آلودگی کادمیوم و کاربرد قارچ Glomus mosseae مشاهده شد (شکل 1). همان‌طور که مشاهده می‌شود با افزایش سطح کادمیوم درصد همزیستی قارچ­ها کاهش یافت، به‌طوری­که در بالاترین سطح تنش 4/58 درصد کاهش نسبت به تیمار شاهد مشاهده شد. از نظر آماری اختلاف معنی‌داری بین دو گونه قارچ مایکوریزا در بالاترین سطح تنش مشاهده نشد. همچنین نتایج همبستگی بین صفات نشان داد که بین میزان درصد همزیستی ریشه و سطح برگ همبستگی مثبتی (946/0) در سطح احتمال یک درصد وجود دارد (جدول3).

 

شکل 1: درصد همزیستی ریشه گشنیز با قارچ­های مایکوریزا تحت تنش کادمیوم

پروتئین محلول

در پژوهش حاضر میزان پروتئین محلول برگ گشنیز تحت تیمار توام فلز سنگین کادمیوم و کاربرد قارچ­های مایکوریزا قرار گرفت. به‏طوری­که اثر متقابل تیمارها در سطح احتمال یک درصد بر این صفت معنی­دار شد (جدول1). همچنین اثرات ساده فلز سنگین کادمیوم و قارچ‌های مایکوریزا به­ترتیب در سطح احتمال یک و پنج درصد معنی­دار شد. بیش‏ترین مقدار پروتئین محلول (067/0 میلی‏گرم در گرم وزن تر برگ) در تیمار20 میلی‌گرم در کیلوگرم خاک نیترات کادمیوم و عدم کاربرد قارچ مایکوریزا و کم‏ترین مقدار آن (045/0 میلی‏گرم در گرم وزن تر برگ) در تیمار 80 میلی‌گرم در کیلوگرم خاک نیترات کادمیوم و عدم کاربرد قارچ مایکوریزا مشاهده شد (جدول2). در بالاترین سطح تنش کاربرد قارچ‌های مایکوریزا باعث افزایش میزان پروتئین در گیاه شدند، ولی از نظر آماری تفاوت معنی­داری بین دو گونه قارچ مایکوریزا مشاهده نشد. نتایج همبستگی نشان داد که بین میزان پروتئین محلول و وزن هزار دانه همبستگی مثبتی (882/0) در سطح احتمال یک درصد وجود دارد (جدول3).

 

جدول4 نتایج تجزیه واریانس تاثیر قارچ‌های مایکوریزا بر میزان پروتئین محلول، فعالیت آنزیم‏های آنتی‏اکسیدانتی، مالون‏دی‏آلدئید و شاخص خطر و سلامت گشنیز تحت تنش کادمیوم.

منابع تغییرات

درجه آزادی

 

 

 

میانگین مربعات

 

 

 

 

 

پروتئین محلول

کاتالاز

آسکوربات پراکسیداز

گایاکول پراکسیداز

پلی فنل اکسیداز

مالون دی آلدئید

 

شاخص خطر و سلامت

 

کادمیوم

3

00041/0**

**00060/0

**0554/0

**000001/0

**0317/0

**1999/0

**1/177

مایکوریزا

2

00001/0*

**00010/0

**0119/0

**0000001/0

**0161/0

*0034/0

**89/12

 

کادمیوم × مایکوریزا

6

00003/0**

**00032/0

**0049/0

**0000001/0

**0090/0

**0030/0

**75/13

 

خطا

24

000003/0

000005/0

0002/0

00000001/0

0001/0

0007/0

86/0

 

ضریب تغییرات

 

99/2

09/11

52/7

11/11

92/1

95/8

67/17

 

                                 

 

فعالیت آنزیم کاتالاز

نتایج جدول تجزیه واریانس نشان داد که اثرات ساده و متقابل تیمارها بر میزان فعالیت آنزیم کاتالاز در سطح احتمال 1 درصد معنی‌دار شد (جدول 4). براساس نتایج مقایسه میانگین داده­ها، بیشترین فعالیت آنزیم کاتالاز (044/0 واحد بین­المللی در میلی‏گرم پروتئین) در تیمار 20 میلی‌گرم در کیلوگرم خاک نیترات کادمیوم و عدم تلقیح با قارچ مایکوریزا ثبت شد، در حالی‏که کم‏ترین (شکل2) فعالیت این آنزیم (007/0 واحد بین المللی در میلی‏گرم پروتئین) در تیمار 80 میلی‌گرم در کیلوگرم خاک نیترات کادمیوم و عدم تلقیح با قارچ مایکوریزا مشاهده شد.

 

 

شکل2: فعالیت آنزیم کاتالاز برگ گشنیز تحت کاربرد قارچ­های مایکوریزا و تنش کادمیوم

 

فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز

نتایج تجزیه واریانس داده‌ها در جدول 2 نشان داد که اثرات ساده و متقابل تیمارها بر فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز در گیاه گشنیز در سطح احتمال 1 درصد معنی‌دار شد. بیش‏ترین فعالیت این آنزیم (332/0 واحد بین المللی در میلی‏گرم پروتئین) در تیمار20 میلی‌گرم در کیلوگرم خاک نیترات کادمیوم و کاربرد قارچ مایکوریزا Glomus mosseae و کم‏ترین فعالیت آن (097/0 واحد بین المللی در میلی‏گرم پروتئین) در تیمار 80 میلی‌گرم در کیلوگرم خاک نیترات کادمیوم و عدم تلقیح با قارچ مایکوریزا مشاهده شد (شکل3). طبق نتایج جدول مقایسه میانگین، قارچ‌های مایکوریزا توانستند باعث بهبود فعالیت این آنزیم در شرایط تنش شوند. براساس نتایج همبستگی بین فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز و سطح برگ همبستگی مثبتی (892/0) در سطح احتمال یک درصد وجود دارد (جدول3).

 

 

شکل3: فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز برگ گشنیز تحت کاربرد قارچ­های مایکوریزا و تنش کادمیوم

 

 فعالیت آنزیم گایکول پراکسیداز

آنالیز آماری نشان داد، اثرات ساده و متقابل تیمارها بر میزان فعالیت آنزیم گایکول پراکسیداز در سطح احتمال یک درصد معنی‌دار شد (جدول4). با افزایش غلظت کادمیوم در خاک، فعالیت این آنزیم در گیاه به­طور معنی‌داری کاهش یافت، به‏طوری­که بین تیمار شاهد و بالاترین سطح کادمیوم (80 میلی­گرم بر کیلوگرم خاک نیترات کادمیوم) در شرایط عدم تلقیح با قارچ مایکوریزا فعالیت آن به­میزان 67/66 درصد کاهش مشاهده شد. بالاترین سطح فعالیت این آنزیم در تیمار شاهد و کاربرد قارچ Glomus mosseae به­میزان 0013/0 واحد بین­المللی در میلی‏گرم پروتئین و کم‏ترین سطح فعالیت آن در تیمار 80 میلی‌گرم در کیلوگرم خاک نیترات کادمیوم و عدم کاربرد قارچ مایکوریزا به­میزان 0003/0 واحد بین­المللی در میلی‏گرم پروتئین مشاهده شد (شکل4).

 

 

شکل4: فعالیت آنزیم گایکول پراکسیداز برگ گشنیز تحت کاربرد قارچ‌های مایکوریزا و تنش کادمیوم

 فعالیت آنزیم پلی­فنول اکسیداز

نتایج تجزیه واریانس نشان داد که اثر متقابل و ساده کادمیوم و قارچ مایکوریزا در سطح احتمال یک درصد بر فعالیت آنزیم پلی‏فنول اکسیداز معنی‌دار شد (جدول 4). با افزایش غلظت کادمیوم در خاک، فعالیت این آنزیم درگیاه کاهش پیدا کرد. فعالیت این آنزیم در تیمارهای هم‌زیست با مایکوریزا به­مراتب بالاتر از تیمارهای غیرهم‌زیست بود، به­طوری­که کمترین فعالیت آن در تیمار 80 میلی‌گرم در کیلوگرم خاک نیترات کادمیوم و بدون اعمال قارچ مایکوریزا به­میزان 363/0واحد بین­المللی در میلی‏گرم پروتئین مشاهده شد، درحالی­که بیش‏ترین فعالیت آن در تیمار 20 میلی‌گرم در کیلوگرم خاک نیترات کادمیوم و کاربرد قارچ Glomus intraradices به‏میزان 694/0 واحد بین­المللی در میلی‏گرم پروتئین دیده شد (شکل 5).

 

 

شکل5: فعالیت آنزیم پلی­فنل اکسیداز برگ گشنیز تحت کاربرد قارچ‌های مایکوریزا و تنش کادمیوم

 

مالون­دی‌آلدئید

نتایج تجزیه واریانس داده­ها نشان داد که تاثیر فلز سنگین کادمیوم و برهم‏کنش آن با قارچ‌های مایکوریزا بر میزان مالون‏دی‏آلدئید در سطح احتمال یک درصد معنی­دار شد،درحالی­که اثر ساده کاربرد قارچ­های ‌مایکوریزا در سطح احتمال پنج درصد بر آن معنی­دار شد (جدول4). بیش‏ترین مقدار مالون‌دی­‌آلدئید (540/0 میلی‏گرم بر گرم وزن تر برگ) در تیمار 80 میلی‌گرم در کیلوگرم خاک نیترات کادمیوم و عدم کاربرد قارچ مایکوریزا بود، درحالی­که کم‏ترین مقدار آن (120/0 میلی‏گرم بر گرم وزن تر برگ) در تیمار شاهد مشاهده شد (جدول2). کاربرد قارچ‌های مایکوریزا در بالاترین سطح تنش (80 میلی‌گرم در کیلوگرم خاک نیترات کادمیوم) باعث کاهش معنی‌داری این صفت نسبت به تیمار شاهد شدند، به­طوری­که قارچ Glomus mosseae به­میزان 22/17 درصد و قارچ Glomus intraradices به­میزان 37/15 درصد کاهش مشاهده شد.

شاخص خطر و سلامت

آنالیز آماری نشان داد که اثرات ساده و متقابل تیمار کادمیوم و قارچ­های مایکوریزا بر میزان شاخص خطر و سلامت گشنیز در سطح احتمال یک درصد معنی‌دار شد (جدول4). نتایج مقایسه میانگین داده­ها نشان داد که میزان غلظت عنصر کادمیوم در گیاه گشنیز بالاتر از حد استانداردهای بین‌المللی می‌باشد. بالاترین شاخص خطر و سلامت (86/15 میلی‌گرم بر کیلوگرم وزن خشک) در تیمار80 میلی­گرم در کیلوگرم خاک نیترات کادمیوم و بدون حضور قارچ مایکوریزا مشاهده شد. کم‏ترین مقدار آن در تیمار شاهد به‏دست آمد (شکل6). کاربرد قارچ­های میکوریزا توانست سبب کاهش شاخص خطر و سلامت در گشنیز شود، به­طوری­که در بالاترین سطح تنش (80 میلی­گرم در کیلوگرم خاک) کاربرد قارچ Glomus mosseae به‏میزان 5/42 درصد و قارچ Glomus intraradice 1/47 درصد آن را کاهش داد.

 

 

شکل6: شاخص خطر و سلامت در گیاه گشنیز تحت سطوح مختلف نیترات کادمیوم خاک و کاربرد قارچ­های مایکوریزا

 

بحث

از دلایل کاهش زیست توده گیاه می‏توان به این مورد اشاره نمود که فلز کادمیوم چه به‌صورت مستقیم و چه غیرمسقیم موجب مهار فرایندهای فیزیولوژیکی مانند فتوسنتز، تنفس، جذب نیتروژن و رشد طولی سلول­ها می‏شود که کاهش رشد و زیست توده تر اندام هوایی گیاه را به‏دنبال دارد (33). همچنین فلزات سنگین با ایجاد ناهنجاری‌های کروموزومی موجب کاهش رشد گیاه می‏شوند (34). علت افزایش مقادیر زیست توده تر اندام هوایی در تیمارهای همزیست با قارچ­های مایکوریزا در این پژوهش می­تواند به این دلیل باشد که همزیستی ریشه با قارچ‌های مایکوریزا باعث جذب بهتر آب و عناصر غذایی می‌شود که افزایش فتوسنتز را درپی خواهد داشت و درنتیجه رشد گیاه را بهبود می­بخشد (35). علاوه­براین قارچ‌های مایکوریزا از طریق افزایش هورمون آبسیزیک اسید (ABA) بر روی فعالیت روزنه­ها اثر گذاشته و باعث بسته شدن روزنه­ها می‌شوند که این امر از کمبود آب در گیاه جلوگیری و منجر به رشد بهتر گیاه در شرایط تنش می‌شود (36). در تحقیقاتی که بر روی تاثیر ﻗﺎرچ ﻣﯿﮑﻮرﯾﺰا ﺑﺮ رﺷﺪ و ﻋﻤﻠﮑﺮد ﮔﯿﺎه داروﯾﯽ رزﻣﺎری (21)، همیشه­بهار (22) و سیاه‏دانه (37) در شرایط تنش فلزات سنگین (به‏ترتیب سرب و کادمیوم، سرب و کادمیوم و کادمیوم) انجام گرفت مشاهده شد، ﮐﻪ با افزایش غلظت فلزات سنگین میزان رشد و زیست توده تر اندام هوایی کاهش پیدا کرد؛ اما تلقیح گیاهان با قارچ مایکوریزا باعث افزایش رشد و زیست توده تر اندام هوایی در این شرایط شد که با نتایج این پژوهش مطابقت دارد. اﻓﺰاﯾﺶ وزن ﻫﺰار داﻧﻪ بیان‏گر ﺗﺄﻣﯿﻦ ﻣﻮاد ﻓﺘﻮﺳﻨﺘزی ﻣﻮرد نیاز داﻧﻪها ﻣﯽﺑﺎشد. فسفر یکی از عناصر مورد نیاز برای تشکیل گل و بذر در گیاه می‌باشد (38)، در این راستا تامین فسفر برای گیاه موجب افزایش تعداد بذر و وزن هزار دانه در گیاه می‌شود که همزیستی گیاه با قارچ‌های مایکوریزا سبب استفاده بهتر گیاه از فسفر غیرقابل جذب موجود در خاک (توسط هیف‌های قارچ) می‌شود (38). در این پژوهش با افزایش غلظت کادمیوم میزان تعداد برگ، سطح برگ، تعداد بذر و وزن هزار دانه کاهش چشمگیری پیدا کردند، اما در شرایط تلقیح با قارچ مایکوریزا باعث بهبود صفات مذکور شد. که نتایج این پژوهش با نتایج سایر محققین که بر روی گیاهانی از جمله رزماری (21) در شرایط تلقیح با قارچ مایکوریزا و آلودگی با فلزات سنگین سرب و کادمیوم و گیاه ذرت (39) در شرایط تلقیح با قارچ مایکوریزا انجام گرفت،کاملا همخوانی دارد. برقراری رابطه‌ی همزیستی قارچ‌های مایکوریزا با ریشه گیاه باعث بهبود در جذب فسفر و پتاسیم، تجمع ماده خشک، عملکرد و افزایش کارایی مصرف آب می‌شود (40).تحقیقاتی که بر روی گیاه سویا در شرایط آلودگی با فلز سنگین کادمیوم و همزیستی با قارچ مایکوریزا صورت گرفت، نتایج بیانگر کاهش درصد همزیستی با افزایش سطح کادمیوم در گیاه بود (41). نتایج پژوهش­هایی که بر روی گیاه آفتاب‌گردان (42) و سه گونه گیاهی (43) در شرایط آلودگی با فلز سنگین سرب و همزیستی با قارچ مایکوریزا صورت گرفت نشان داد که با افزایش غلظت فلز سنگین میزان درصد همزیستی کاهش پیدا کرد.

علت کاهش میزان پروتئین در طی تنش فلزات سنگین را می‌توان به میل ترکیبی بالایی رادیکال‌های آزاد اکسیژن تولید شده با پروتئین موجود دانست، که در نهایت سبب اکسید شدن پروتئین‌ها می‌گردد (44). در آزمایشی که بر روی گیاه گشنیز در شرایط تنش فلز سنگین نیکل انجام گرفت، کاهش پروتئین در شرایط این تنش گزارش شد (45). همچنین در پژوهشی که بر روی گیاه ازمک (46) در شرایط تنش با فلزات سنگین روی و نقره صورت گرفت نتایج حاکی از کاهش میزان پروتئین در این شرایط بود که با نتایج این آزمایش هم‏خوانی دارد. مکانیسم‌هایی که قارچ‌های آربوسکولار مایکوریزا برای کاهش تنش فلزات سنگین برای گیاهان اعمال می‌کنند شامل کلات شدن و غیرپویایی فلزات سنگین در میسلیوم‌های خارجی و بهبود تغذیه معدنی به‏ویژه فسفر می‌باشند (47). فلزات سنگین با تولید رادیکال‌های آزاد و گونه‌های مختلف اکسیژن فعال سبب تنش اکسیداتیو در گیاه می‌شوند (48) به‌طوری‏که اکسیژن فعال تولید شده با لیپیدها واکنش داده و منجر به آسیب‌های غشایی، پراکسیداسیون لیپیدها و غیرفعال­سازی آنزیمی می‌شود (49). کاتالاز آنزیمی است که پراکسید هیدروژن تولید شده در مسیرهای تنفس نوری در درون پراکسیزوم‌ها را مهار می‌کند (50) و هیدروژن پراکسید تولید شده را به آب و اکسیژن تجزیه می‌کند، از جمله آنزیم­های آنتی­اکسیدانتی هست که در غلظت­های پایین گونه­های اکسیژن فعال فعالیتی ندارد (51). میزان فعالیت این آنزیم به‏شدت و مدت تنش بستگی دارد (52). در پژوهشی که بر روی گیاه برنج صورت گرفت، نتایج بیان‏گر این بود که کادمیوم در غلظت‌های بالا منجر به کاهش فعالیت این آنزیم می‌شود که با نتایج این پژوهش مطابقت دارد (53). هم‏زیستی مایکوریزایی گیاه گشنیز با قارچ‌های آربوسکولار باعث بهبود فعالیت آنزیم کاتالاز در شرایط تنش با فلز کادمیوم شد. قارچ‌های مایکوریزایی از طریق افزایش فعالیت آنزیمی‌های آنتی‌اکسیدانتی از جمله کاتالاز باعث حذف رادیکال‏های آزاد اکسیژن تولید شده در شرایط تنش می‌شود (54). در شرایط تنش از جمله فلزات سنگین گیاهان جهت اجتناب از تنش اکسیداتیو و پاکسازی گونه‌های اکسیژن فعال، سیستم دفاعی آنتی‌اکسیدانتی آنزیمی و غیرآنزیمی خود را فعال می‌کنند (55، 56). آنزیم آسکوربات پراکسیداز، آنزیم اصلی در مهار  ROSاست که قادر به از بین بردن H2O2 تولید شده در کلروپلاست­ها می‌باشد (57). قارچ­های مایکوریزا قادر به تنظیم واکنش‌های اکسیداتیو و دفاع آنتی‌اکسیدانتی هستند (58). در این پژوهش مشاهده شد که در بالاترین سطح تنش قارچ‌های مایکوریزا سبب بهبود فعالیت این آنزیم شدند. در راستا با نتایج این پژوهش، می‌توان به پژوهشی که بر روی گیاه لوبیا در شرایط هم‏زیستی با قارچ‌های مایکوریزا صورت گرفت اشاره کرد، نتایج بیان‏گر این بود که در حضور قارچ‌های مایکوریزا فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز افزایش یافت (59). آنزیم گایکول پراکسیداز یکی از مهم‏ترین گروه‌های پراکسیدازی می‌باشد (60). کاهش فعالیت‌ آنتی‌اکسیدانتی و افزایش پراکسیداسیون لیپدها باعث پیری و کاهش عمر گیاهان می‌شود (61). قرار دادن گیاهان در معرض کادمیوم موجب علائم قابل‌توجهی از مسمومیت­ها مانند مهار رشد، فعالیت آنزیم‌ها، اختلال در روابط آب-گیاه، متابولیسم یون‌ها و تشکیل رادیکال‌های آزاد می‌شود (62). به‏همین دلایل ذکر شده در این پژوهش با افزایش سطح تنش میزان فعالیت آنزیم گایکول پراکسیداز هم کاهش پیدا کرد. قارچ مایکوریزا در شرایط تنش فلز سنگین کادمیوم باعث تحریک فعالیت آنزیم گایکول پراکسیداز شدند. همچنین نتایج مربوط به پژوهشی که بر روی گیاه گاوزبان آلمانی در شرایط تنش فلزات سنگین و تلقیح با قارچ مایکوریزا انجام گرفت، بیان‏گر این بود که در طی همزیستی با قارچ مایکوریزا میزان فعایت آنزیم گایکول پراکسیداز افزایش یافت که با نتایج این پژوهش همخوانی دارد (63). قارچ­های مایکوریزا با افزایش جذب مواد مغذی بر فعالیت آنزیم­های آنتی ­اکسیدانتی تاثیر می­گذارند (64). بنابراین می‌توان گفت حضور قارچ‌های مایکوریزا باعث بهبود سیستم آنزیمی آنتی ‌اکسیدانتی در مواجه با تنش فلز سنگین کادمیوم می‌شود. آنزیم‌های آنتی ‌اکسیدانتی از جمله پلی‌فنول اکسیداز در پاکسازی رادیکال‌های آزاد و به­عنوان اولین سد دفاعی در برابر صدمات ناشی از تنش نقش دارند (65). در اثر سمیت فلزات سنگین، تولید گونه‌های فعال اکسیژن افزایش می‌یابد که منجر به اکسیداسیون چربی‌های غشا سلولی شده که به‏دنبال آن میزان مالون‌دی­آلدئید افزایش یافته که این مسئله بیان‏گر تخریب ساختار غشا سلولی است (66). مالون­دی­‏آلدئید را به­عنوان نشان‏گر زیستی برای اندازه‏گیری پراکسیداسیون لیپیدها شناخته می‏شود (67). یکی از دلایل افزایش غلظت مالون­دی­آلدئید را می‌توان به القای تنش اکسیداتیو تحت تنش کادمیوم، آسیب رساندن به ساختار و عمل غشا سلولی از طریق اتصال به پروتئین‌های غشا و آنزیم‌ها دانست (68). افزایش غلظت مالون­دی­آلدئید در گیاه ریحان در شریط تنش فلز سنگین نیز مشاهده شد (69) که با نتایج این تحقیق هم‏خوانی دارد. تجمع بیش از حد فلزات سنگین در خاک‌های کشاورزی علاوه بر آلودگی محیط زیست، کیفیت غذایی را نیز از طریق جذب توسط گیاهان به‏خطر می‌اندازد (70). مصرف غذا یکی از مهم‏ترین راه‌های قرارگیری در معرض فلزات سنگین می‌باشد. سبزی‌ها بخش مهمی از برنامه‌ی غذایی را تشکیل می‌دهند، جذب فلزات سنگین در سبزیجات برگی به مراتب بالاتر از سبزیجات ریشه‌ای و غده‌ای می‌باشد (71). اگر مقدار شاخص خطر سلامت کمتر از یک بود، این مطلب بیان‏گر این است که مصرف ماده غذایی هیچ تاثیر منفی بر سلامتی برای مصرف کننده ندارد و اگر مقدار شاخص خطر سلامت بیش‏تر از یک بود ، نشان دهنده این است که مصرف ماده غذایی اثرات مخربی بر سلامتی مصرف کننده دارد (72). در این پژوهش کاربرد قارچ‌های مایکوریزا تاثیر به‏سزایی در میزان کاهش شاخص خطر و سلامت در گیاه داشتند. در بررسی‌های صورت گرفت بر روی سبزیجاتی که با آب فاضلاب آبیاری شدند محققین به این نتیجه رسیدند که فلز سنگین کادمیوم و منگنز به­شدت سلامت مصرف­کننده را به­خطر می‌اندازند (73). در بررسی‌های که بر روی سبزی‌های اسفناج و تربچه در شرایط آلودگی با فلزات سنگین سرب، روی و کادمیوم به­منظور ارزیابی شاخص خطر سلامت صورت گرفت، نتایج نشان داد که غلظت این عناصر در این گیاهان بالاتر از سطح مجاز می‌باشد (74). در آزمایشی که بر روی سبزیجات شهرستان ورامین (75) انجام گرفت، نشان داد که فاکتور انتقال بر روی سبزی جعفری در شرایط آلودگی با کادمیوم بالاتر از یک بود. همچنین در پژوهش‌های که بر روی سبزیکاری‌های شاهرود (76) انجام شد، نتایج بیان‏گر این بود که میزان غلظت فلزات سنگین در انواع سبزیجات بالاتر از یک می­باشد که این مسئله خود بیان‏گر این‌ است که احتمال خطر ابتلا به بیماری‌های غیرسرطانی برای مصرف‏کنندگان این نواحی وجود دارد.

 

نتیجه­گیری

فلزات سنگین را می‌توان یکی از آلاینده‌های اکوسیستم نام برد که به‏دلیل اثرات فیزیولوژیکی خاص خود بر روی موجودات زنده حتی در غلظت‌های پایین هم از اهمیت بالایی برخودار هستند. قرار گرفتن در معرض غلظت بالای فلزات سنگین بر رشد و نمو گیاه تاثیر می‏گذارد. اثر منفی تیمار کادمیوم بر روی زیست توده تر و خشک اندام هوایی، پروتئین محلول، درصد همزیستی، فعالیت آنزیم‌های کاتالاز، آسکوربات پراکسیداز، گایکول پراکسیداز، پلی­فنول­اکسیداز گشنیز کاملا مشهود بود، به‌طوری‏که در بالاترین سطح کادمیوم (80 میلی‌گرم در کیلوگرم خاک نیترات کادمیوم) کم‏ترین مقادیر برای این صفات به‌دست آمد، ولی در صفاتی چون مالون­دی‌آلدئید و شاخص خطر و سلامت رابطه مستقیمی با سطوح غلظت کادمیوم در خاک مشاهده شد، به‌طوری‏که بیش‏ترین مقادیر آن در بالاترین سطح تنش (80 میلی‌گرم در کیلوگرم خاک نیترات کادمیوم) دیده شد. براساس دست‏آوردهای این پژوهش در شرایط تنش فلز سنگین کادمیوم استفاده از قارچ‌های مایکوریزا تاثیر به‏سزایی در بهبود اثرات مضر آن در گیاه گشنیز داشت، به‌طوری‏که باعث کاهش جذب کادمیوم و اصلاح شاخص خطر و سلامت برای مصرف­کنندگان شد. با توجه به جذب بالای عناصر سنگین به‏ویژه کادمیوم توسط این گیاه و با وجود آلودگی جزئی اکثر خاک­ها به عناصر سنگین از جمله کادمیوم، استفاده از قارچ‌های مایکوریزا به‌عنوان راهکاری مدیریتی در مناطق آلوده به این فلز سنگین توصیه می‌شود. در نهایت، طبق نتایج این پژوهش کاربرد قارچ mosseae Glomus جهت بهبود رشد و شاخص خطر و سلامت گشنیز در راستای کشاورزی ارگانیک توصیه می‌شود.

1. Alloway BJ. Heavy Metals in Soil. New York: J Wiley and Sons Inc. 2010; pp. 20-28.
2. Gill SS, Tuteja N. Reactive oxygen species and antioxidant machinery in abiotic stress tolerance in crop plants.J Plant Physiol Biochem. 2010; 48(12): 909–930.
3. Jiawen WU, Jia G, Yanhong HU, Haijun G. Distinct physiological responses of tomato and cucumber plants in silicon-mediated alleviation of cadmium stress. J Plant Sci. 2015; 453: 1-14.
4. Fang Y, Sun X, Yang W, Ma N, et al., Concentrations and health risks of lead, cadmium, arsenic, and mercury in rice and edible mushrooms in China. Food Chem. 2014; 147:147–151.
5. Mahdavian K, Ghaderian SM, Schat H. Pb accumulation, Pb tolerance, antioxidants, thiols, and organic acids in metallicolous and non-metallicolous Peganum harmala L. under Pb exposure. Environ Exp Bot. 2016; 126: 21-31.
6. Pourrut B, Shahid M, Dumat C, Winterton P, et al., Lead uptake, toxicity, and detoxification in plants. Rev Environ Contam Toxicol. 2011; 213: 113-136.
7. White PJ, Brown PH. Plant nutrition for sustainable development and global health. Ann Bot .2010; 105(7): 1073-1080.
8. Nikolic N, Kogic D, Pilipovic, A, Pajivic S, et al., Responses of hybrid poplar to cadmium stress photosynthetic characteristics, cadmium and proline accumulation and antioxidant enzyme activity. Acta Biol Cracoviensla Series Bot. 2008; 50(2): 95-103.
9. Rasouli-Sadaghiani MH, Barin M, Khodaverdiloo H, Moghaddam SS, et al. Arbuscular mycorrhizal fungi and rhizobacteria promote growth of Russian knapweed (Acroptilon repens L.) in a Cd-contaminated soil. J Plant Growth Regul. 2019; 38(1): 113-121.
10. Schutzendubel A, Schwanz P, Teichmann T, Gross K, et al., Cadmium-induced changes in antioxidative systems, hydrogen peroxide content, and differentiation in Scots pine roots. Plant Physiol. 2001; 127(3): 887-898.
11. Davey MWE, Stals B, Panis J, Keulemans RL. High throughput determination of malon dialdehyde in plant tissues.Anal Biochem. 2005; 347(2): 201-207.
12. Zafar S, Aqil F, Ahmad E. Metal tolerance and biosorption potential of filamentous fungi isolated from metal contaminated agricultural soil. Bioresour Technol. 2007; 98(13): 2557-2561.
13. Yang Y, Han X, Liang Y, Ghosh A. et al., The combined effects of arbuscular mycorrhizal fungi (AMF) and lead (Pb) stress on Pb accumulation, plant growth parameters, photosynthesis, and antioxidant enzymes in Robinia pseudoacacia L. Plos One. 2015; 10(12): 1-24.
14. Smith SE, Read DJ. Mycorrhizal symbiosis. Academic Press. 2010; pp. 800.
15. Ryan NA, Deliopoulos T, Jones P, Haydock PP. Effects of mixed-isolate mycorrhizal inoculums on the potato – potato cyst nematode interaction. Wiley online Library. 2003; 143(1): 111-119.
16. Sadat A, Savabeghi G, Rejali F, farahbakhsh M. et al.,  Effects of some arbuscular mycorrhizal fungi and plant growth promoting rhizobacteria on the growth and yield indices of two wheat varieties in a saline soil. J Water and Soil. 2010; 24 (1): 53-62.
17. Turkdogan MK, Kilicel F, Kara K, Tuncer I, et al., Heavy metals in soil, vegetables and fruits in the endemic upper gastrointestinal cancer region of Turkey. Environ Toxicol Pharmacol. 2003; 13(3): 175-79.
18. Cortes E, Sandra J, Javier J. Antimutagenicity of coriander (Coriandrum sativum) juice. Toxicol Lett. 2004; 153(2): 283-291.
19. Gurrea NB, Melo EA, Filho JM. Antioxidant compounds from coriander (Coriandrum sativum) ethe. J. ric extract. Food Compost Anal. 2005; 18: 193-199.
20. Demir S. Influence of arbuscular mycorrhiza on some physiological growth parameters of pepper. Turk J Biol. 2004; 28(2-4): 85-90.
21. Tabrizi L, Mohammadi S, Delshad M. Moteshare Zadeh B. The Effect of arbuscular mycorrhizal fungi on growth and yield of rosemary (Rosmarinus officinalis L.) under lead and cadmium stress. J Environ Sci Int. 2015; 13(2), 37-48.
22. Mohammadi S, Tabrizi L, Delshad M, Moteshare Zadeh B. Investigation of growth and yield of pot marigold (Calendula officinalis L.) under arbuscular mycorrhizal fungi symbiosis and heavy metal stress conditions. Ecol Agric. 2013; 3(2), 48-59.
23. Philips JM, Hayman DS. Improved procedures for clearing roots and staining parasitic and vesicular_arbuscular mycorrhizal fungi for rapid assessment of infection. Trans Br Mycol Soc. 1970; 55(1):158–161.
24. Bierman B, Linderman RG. Quantifying vesicular – arbuscular mycorrhizae: A proposed method towards standardization. New Phytol. 1980; 87:63 – 67.
25. Gapinska M, Skłodowska M, Gabara B. Effect of short-and long-term salinity on the activities of antioxidative enzymes and lipid peroxidation in tomato roots. Acta Physiol Plant. 2008; 30(1): 11-18.
26. Bradford MM. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal Biochem. 1976; 72(1-2): 248-254.
27. Dhindsa RS, Plumb-Dhindsa P, Thorpe TA. 1981. Leaf senescence: correlated with increased levels of membrane permeability and lipid peroxidation, and decreased levels of superoxide dismutase and catalase. J Exp Bot.1976; 32(1): 93-101.
28. Nakano Y, Asada K. Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate-specific peroxidase in spinach chloroplasts. Plant Cell Physiol. 1981; 22(5):867-880.
29. Plewa MJ, Smith SR, Wagner ED. Diethyldithiocarbamate suppresses the plant activation of aromatic amines into mutagens by inhibiting tobacco cell peroxidase. Mutat Res-Fund Mol Mech Mut. 1991; 247(1): 57-64.
30. Kar M, Mishra D. Catalase, peroxidase, and polyphenoloxidase activities during rice leaf senescence. Plant Physiol. 1976; 57(2): 315-319.
31. Davey MWE, Stals B, Panis J, Keulemans RL. High throughput determination of malon dialdehyde in plant tissues. Anal Biochem. 2005; 347(2): 201-207.
32. US-EPA. United States Environmental Protection Agency: Integrated Sisk Information System. 2002
33. Krpata D, Fitz W, Peintner U, Langer I, et al., Bioconcentrayion of zinc and cadmium in ectomycorrhizal fungi and associated aspen trees as affected by level of pollution. Environ Pollut. 2009; 157(1): 280-286.
34. Michaelis A, Takehisa R, Aurich O. Ammonium chloride and zinc sulfate pretreatments reduce the yield of chromatid aberrations induced by TEM and maleic hydrazide in Vicia faba. Mutat Res Lett. 1986; 173(1986): 187-191.
35. Khalvati MA, Mozafar A, Schmidhalter U. Quantification of water uptake by arbuscular mycorrhizal hyphae and its significance for leaf growth, water relations, and gas exchange of barley subjected to drought stress. Plant Biol Stuttgart. 2005; 7(6): 706-712.
36. Shahabivand S, Maivan HZ, Goltapeh EM, Sharifi M, et al., The effects of root endophyte and arbuscular mycorrhizal fungi on growth and cadmium accumulation in wheat under cadmium toxicity. Plant Physiol Biochem. 2012; 60: 53-80.
37. Sadat Shamshirgan Z, Saeid Nematpour F, Safipour Afshar A. Effect of mycorrhizal symbiosis on growth, some physiological parameters and cadmium accumulation in black seed (Nigella sativa L.). J Plant Process Funct. 2015; 5(17): 133-144.
38. Ardakani MR, Majd F, Noormohammadi G. Evaluating the efficiency of mycorrhiza and esterpetomysis in phosphorous different levels and effect of their utilize on wheat yield. J Agron Sci. 2006; 2 (2): 17-27.
39. Samarbakhsh S, Rejali F, Ardakani MR, Pak Nejad M, et al., The combined effects of fungicides and Arbuscular Mycorrhiza on corn (Zea mays L.) growth and yield under field conditions. J Biol Sci. 2009; 9(4): 372-376.
40. Bolandnazar SA. The effects of arbuscular mycorrhizal fungi on growthparameters yield and water relation of onion (Allium cepa L.). Ph.D. thesis at Tabriz University of Tabriz. 2007.
41. Andrade SAL, Abreu CA, de Abreu MF, Silveria APD. Influence of lead additions on arbuscular mycorrhiza and Rhizobium symbioses under oybean. Appl Soil Ecol.2004; 26(2): 123-131.
42. Daneshfar AM, AliAsgharzad N, Ostan Sh, Khoshroo B. 2017. The Role of Rhizophagus irregularis to alleviate Pb absorption by sunflower. Agric Sci Sustain Prod. 2004; 28(1): 37-50.
43. Mahohi A, Raiesi F. The efficiency of earthworms and rhizobacteria on mycorrhizal symbiosis and growth of three plant species in a soil contaminated with Lead (Pb) metal. J. Water and Soil Conserv. 2018; 25(3): 97-112.
44. Khudsar T, Mahmood Uzzafar M, Iqbal M. Cadmium induced changes in leaf epidermis, photosynthetic rate and pigmentconcentrations in (Cajanus cajan). Biol. 2001; 44: 59-64.
46. Riahi-Madvar  A, Nasiri-Bezenjani MA, Yousefi K, Mohammadi M. Investigation of the Ability of Lepidium draba L. Seedlings in Zinc and Silver Ions Absorption and Effect of the Ions on Morphological and Biochemical Characteristics of the Seedlings. J Cell and Tissue. 2015; 6(1): 59-70.
47. Gonzalez-Guerrero M, Azcon-Aguilar C, Mooney M, Valderas A. et al., Characterization of a Glomus intraradices gene encoding a putative Zn transporter of the cation diffusion facilitator family. Fungal Genet Biol. 2005; 42(2): 130-140.
48. Hendry GAF, Baker AJM, Ewart CF. Heavy metal tolerance and toxicity, oxygen radical processes and molecular damage in cadmium tolerant clones of Holcus lanatus L. Acta Bot Neerl. 1992; 41: 271-281.
49. Dixi V, Pandey V, Shyam R. Differential antioxidative responses to heavy metal in roots and leaves of pea (Pisum sativum L. CV. Azad). J Exp Bot. 2001; 52: 1101-1109.
50. Mittler R, Vanderauwera S, Gollery M, Vanbreusegem F. Reactive oxygen network of plants. Trends Plant Sci. 2004; 9(10): 490-498.
51. Gill SS, Tuteja N. Reactive oxygen species and antioxidant machinert in abiotic stress in crop plants. Plant Physiol. Biochem. 2010; 48(12): 909-30.
52. Sharma A, Jha AM, Dubey RS, Pessarakli M. Reactive oxygen species, oxidative damage, and antioxidative defense mechanism in plant under stressful conditions. J Bot. 2012; 2012: 26: 1–26.
53. Shah K, Kumar RG, Verma S, Dubey R. Effect of cadmium on lipid peroxidation, superoxide anion generation and activities of antioxidant enzymes in growing rice seedlings. Plant Sci. 2001; 161(6): 1135-1144.
54. Younesi O, Moradi A, Namdari A. Influence of arbuscular mycorrhiza on osmotic adjustment compounds and antioxidant enzyme activity in nodules of salt-stressed soybean (Glycine max). Acta Agric Slov. 2013; 101(2), 219-230.
55. Tang C, Song J, Hu X, Hu X. et al., Exogenous spermidine enhanced Pb tolerance in Salix matsudana by promoting Pb accumulation in roots and spermidine, nitric oxide, andantioxidant system levels in leaves. Ecol Eng. 2017; 107: 41-48.
56. Zhang LL, Zhu XM, Kuang YW. Responses of Pinus massoniana seedlings to lead stress. Biol Plantarum. 2017; 61(4): 785-790.
57. Miller G, Suzuki N, Ciftci‐Yilmaz S. Reactive oxygen species homeostasis and signaling during drought and salinity stresses. Plant Cell Environ. 2010; 33(4): 453-467.
58. Ortiz N, Armada E, Duque E, Roldan A. et al., Contribution of arbuscular mycorrhizal fungi and/or bacteria to enhancing plant drought tolerance under natural soil conditions: effectiveness of autochthonous or allochthonous strains. J Plant Physiol. 2015; 174: 87-96.
59. Andrade SA, Gratao PL, Azevedo RA, Silveira AP. et al., Biochemical and physiological changes in jack bean under mycorrhizal symbiosis growing in soil with increasing Cu concentrations. Environ Exp Bot. 2010; 68(2): 198-207.
60. Amiri Deh Ahmadi SR, Parsa M, Nezami, A, Ganjeali A. The effects of drought stress at different phenological stages on growth indices of chickpea (Cicer arietinum L.) in greenhouse conditions. Iran Journal Pulses Res. 2011; 1(2): 69-84.
61. Marie O. Alteration in lipid composition and antioxidative protection during senescence in drought stressed plants and non-drought stressed plants of Pisumsativum L. Plant Physiol Biochem. 1995; 33: 547-53.
62. Valentoviova K, Haluskova L, Huttova J, Mistrik I, Tamas L. Effect of cadmium on diaphorase activity and nitric oxide production in barley root tips. J Plant Physiol. 2010; 167: 10-14.
63. Balouchzehi Shahbakhsh Z. Effects of mycorrhiza fungi on some morphological and physiological characteristics of Borage officinalis under nickel and chromium stress. MS thesis. Zabol University of Zabol. 2017.
64. Heikham E, Rupam K, Bhoopander G. Arbuscular mycorrhizal fungi in alleviation of salt stress: a review. Ann Bot. 2009; 104(7): 1263-1280.
65. Pan J, Wang Q, Snell WJ. Ciliumgenerated signaling and ciliarelated disorders. Lab Invest. 2005; 85(4):452–463.
66. Khan M, Daud MK, Basharat A, Khan MJ. et al., Alleviation of lead-induced physiological, metabolic, and ultramorphological changes in leaves of upland cotton through glutathione. Environ Sci Pollut Res. 2016; 23: 8431-8440.
67. Gunes A, Inal A, Alpaslan M, Eraslan F. et al., Salicylic acid induced changes on some physiological parameters symptomatic for oxidative stress and mineral nutrition in maize (Zea mays L.) grown under salinity. J Plant Physiol. 2007; 164(6): 728–736.
68. Chen J, Zhu C, Lin D, Sun ZX. The effects of Cd on lipid peroxidation, hydrogen peroxide content and antioxidant enzyme activities in Cd-sensitive mutant rice seedlings Canadian. J Plant Sci. 2007; 87(1): 49-57.
69. Bafeel S. Physiological and biochemical aspects of tolerance in Lepidium sativum (cress) to lead toxicity. Catrina: Int J Environ Sci. 2010;5(1): 1-7.
70. Muchuweti M, Birkett JW, Chinyanga E, Zvauya R. et al., Heavy metal content of vegetables irrigated with mixtures of wastewater and sewage sludge in Zimbabwe: Implications for human health. Agric Ecosyst Environ. 2006; 112(1): 41-48.
71. Mohammadi J. Cadmium concentration in vegetable crops grown in polluted soils of Kempen region (Belgium). Fourth National Conference on Environmental Health. 2001; 528-535.
72. Apau J, Acheampong A, Appiah JA, Ansong E. Levels and health risk assessment of heavy metals in tubers from markets in the Kumasi metropolis, Ghana. Int JSci Technol. 2014; 3(9): 534-539.
73. Mahmood A, Malik RN. Human health risk assessment of heavy metals via consumption of contaminated vegetables collected from different irrigation sources in Lahore, Pakistan. Arab J Chem. 2014; 7(1): 91-99.
74. Gupta N, Khan DK, Santra SC. Heavy metal accumulation in vegetables grown in a long term waste water irrigated agricultural land of tropical India. Environ Monit Assess. 2012;184(11): 6673-6682.
75. Babaakbari Sari M, Shakouri M, Hasani A. Assessing heavy metals risk indices caused by vegetable consumption  in Varamin city. Electron J Soil Manag Sustain Prod. 2019; 9(1): 119-133.
76. Nazem S, Asgari AR, Raei M. Surveythe amount of heavy metals in cultural vegetables in suburbs of Shahroud. J Health and Environ. 2010; 3(2): 195-202.