اثر نوع فعالیت ورزشی پس از رژیم غذایی پرچرب (HFD) بر بیان ژن گیرنده ایکس رتینوئید آلفا (RXRα) در هپاتوسایت‏های موش های نر ویستار

نوع مقاله: علمی - پژوهشی

نویسنده

- گروه علوم ورزشی، واحد شیروان، دانشگاه آزاد اسلامی، شیروان، ایران

چکیده

هدف: هدف از انجام این تحقیق بررسی تاثیر 12 هفته تمرین تناوبی شدید (HIT) و تمرین مداوم کم شدت (LIT) بر بیان ژن RXRα در رت‏های نر ویستار پس از رژیم پرچرب بود.
مواد و روش‏ها: آزمودنی‏ها پس از 13 هفته دریافت رژیم پرچرب به گروه‏های کنترل، تمرین HIT و تمرین LIT تقسیم شدند. سپس گروه‏های مورد بررسی تمرینات ورزشی را به‏مدت 12 هفته انجام دادند. در پایان تمرینات میزان بیان ژن RXRα مورد بررسی قرار گرفت.
نتایج: نتایج نشان داد که میزان بیان ژن RXRα در گروه تمرین HIT بیش از LIT و در گروه تمرین LIT بیش از کنترل بوده است و همه تفاوت‏ها معنی‏دار بودند (05/0p<).
نتیجه گیری: به‏طورکلی پس از 13 هفته رژیم پرچرب، 12 هفته تمرین‏هایHIT و LIT می‏تواند در افزایش بیان ژن RXRα موثر باشد و به‏عنوان یک راهبرد غیردارویی موثر برای مقابله با اثرات آتروژنیک چاقی و اضافه وزن در نظر گرفته شود.
 

تازه های تحقیق

-

کلیدواژه‌ها


مقدمه

بیماری سرخرگ کرونری یا آتروسکلروز یکی از دلایل اصلی ناتوانی و مرگ و میر انسان‏ها در سراسر جهان است که شیوع آن بهدلیل تغییرات سریع در سبک زندگی مردم روز به روز درحال افزایش است (1). اختلال چربی یا چربی پریشی یکی از فاکتورهای اصلی موثر در ابتلا به آتروسکلروز محسوب می‏شود و انتقال معکوس کلسترول (RCT) فرایندی است که طی آن با اثرات مخرب چربی پریشی بر روی عروق مقابله می‏شود (2). پروتئین‏های متعددی در RCT درگیر هستند که یکی از آن­ها گیرنده ایکس رتینوئید (RXR) است. گیرنده‏های RXR از عوامل رونویسی فعال شونده با لیگاند هستند که به ابرخانواده گیرنده‏های هسته‏ای تعلق دارند (3). گیرنده‏های هسته‏ای مانند RXR، عمدتا بههم سرکوبگرها متصل می شوند که فعالیت‏های رونویسی آن‏ها را در غیاب آگونیست‏هایشان سرکوب می‏کنند. در حضور آگونیست‏ها، این تعادل از کمپلکس گیرنده-هم‏سرکوبگر به کمپلکس گیرنده- هم‏فعال‏ساز تغییر پیدا کرده و فعالیت‏های رونویسی تحریک می‏شوند. گیرنده‏های RXR دارای 3 زیرمجموعه آلفا (RXRα)، بتا (RXRβ) و گاما (RXRγ) هستند که در بافت‏های مختلفی توزیع می‏شوند؛ RXRα عمدتا در کبد، ریه، عضله، کلیه، روده و پوست بیان می‏شود، RXRβ در همه بافت‏ها وجود دارد و RXRγ در مغز و عضلات اسکلتی و قلبی یافت می‏شود (4).

RXR قابلیت عملکرد به‏عنوان هومودیمر یا هترودیمر با دیگر گیرنده‏های هسته‏ای مانند گیرنده ایکس کبدی (LXR) را داراست. فعال شدن کمپلکس LXR/RXR موجب بیان چندین ژن مربوط به RCT مانند ناقلان کاست متصل به آدنوزین‏تری‏فسفات (ABC) می‏شود که نقش مهمی در رسوب زدایی عروق از کلسترول، تشکیل لیپوپروتئین پرچگال (HDL) و دفع صفراوی کلسترول در کبد دارند (5). تحقیقات معدودی درباره تاثیر فعالیت‏های بدنی بر بیان ژن‏های مربوط به RCT به‏خصوص RXR انجام شده است. در تحقیق راسل و همکاران (2005) دو ساعت تمرین استقامتی تاثیری در بیان ژن RXR ایجاد نکرد (6)، درحالی‏که در تحقیق فیلیپس و همکاران (7) فعالیت بدنی موجب افزایش فعالیت RXR شد. هدف از انجام این تحقیق بررسی تاثیر 12 هفته تمرین تناوبی شدید (HIT) و نیز تمرین مداوم کم شدت (LIT) بر بیان ژن RXRα در رت‏های نر ویستار پس از رژیم پرچرب بود.

 

مواد و روش‌ها

کمیته اخلاق پژوهشگاه علوم ورزشی این مطالعه را با کد IR.SSRI.REC.1395.115 مورد تایید قرار داده است. آزمودنی‏ها در یک محیط کنترل شده قرار داشتند، بنابراین این مطالعه از نوع تحقیقات تجربی است. این تحقیق در دو مرحله چاق کردن (13 هفته) و تمرین (12 هفته) انجام شد. در ابتدا همه رت‏ها تا رسیدن به میانگین وزن اولیه 128.32 گرم و سن 5 تا 6، هفته رژیم غذایی معمولی و بعد از آن رژیم پرچرب (40 درصد چربی، 13 درصد پروتئین و 47 درصد کربوهیدرات) را دریافت نمودند. گروه‏های این پژوهش در مرحله تمرین شامل گروه کنترل (n=5)، گروه تمرین HIT (n=5) و گروه تمرین LIT (n=5) بود. در این تحقیق استاندارد­های لازم در بهداشت مرکز نگه­داری و اخلاق کار با حیوانات بر اساس رفرنس شماره 8 رعایت شد (8).

قد و وزن آزمودنی‏ها قبل از شروع تحقیق، پایان مرحله‏ی چاق کردن و پایان مرحله تمرین اندازه‏گیری شد. حیوانات مورد آزمایش در این پژوهش در قالب گروه‏های 8 سر موش در قفس‏های پلی کربنات شفاف به‏طول 30 و عرض و ارتفاع 15 سانتی‏متر ساخت شرکت رازی را در شرایط کنترل شده آزمایشگاهی (دمای محیطی 2±22 درجه سانتی‏گراد، چرخه روشنایی به تاریکی 12:12 ساعت و رطوبت هوای 5±50 درصد با تهویه مناسب) نگهداری شدند. غذای آزمودنی ها، از شرکت خوراک دام به پرور کرج تهیه شد. آب مورد نیاز حیوان به‏صورت آزاد در بطری 500 میلی‏لیتری ویژه حیوانات آزمایشگاهی در اختیار آن‏ها قرار گرفت. ابزار گردآوری اطلاعات شامل مواد لازم برای اندازه‏گیری بیان ژن‏های متغیرهای وابسته، تردمیل 8 لاینه، دستگاه سانتریفیوژ، دماسنج جیوه‏ای (ساخت ایران)، رطوبت سنج ساخت آلمان، ترازوی دیجیتالی با حساسیت 01/0 گرم (ساخت کمپانی Sartarias آلمان)، لوله‏های فالکون و سایر دستگاه‏ها و وسایل ویژه آنالیز نمونه‏ها بودند (8، 9).

حداکثر سرعت و توان هوازی رت‏های گروه تمرینی قبل از شروع برنامه ورزشی اصلی اندازه‏گیری شد. ابتدا رت‏ها به‏مدت یک هفته برای آشنایی با نوارگردان و برنامه‏ریزی دقیق‏تر تمرین کردند. در جلسه تعیین سرعت و توان هوازی، ابتدا گرک کردن به مدت 10 تا 20 دقیقه و با شدت 40 درصد تا 50 درصد حداکثر اکسیژن مصرفی (VO2max) انجام شد، پس از آن سرعت نوارگردان هر 2 دقیقه یک‏بار به‏میزان 03/0 متر بر ثانیه (2 متر بر دقیقه) افزایش یافت تا حیوانات به واماندگی رسیدند. ملاک برای رسیدن به VO2max رسیدن به واماندگی (دستیابی به حداکثر سرعت) بود. پس از به‏دست آوردن میانگین حداکثر سرعت در تمامی رت‏های گروه‏های تمرین، 65 درصد حداکثر سرعت ارزیابی شده به‏عنوان شدت مورد نظر در گروه تمرین LIT (استقامتی) در هفته‏ی اول در نظر گرفته شد. در هر جلسه گرم کردن شامل 3 دقیقه دویدن روی نوارگردان با شدت 10 متر در دقیقه و به‏دنبال آن 2 دقیقه دویدن با شدت 15 متر در دقیقه بود؛ همچنین برای سرد کردن پس از اجرای تمرین اصلی در هر گروه، رت‏ها به‏مدت 1 دقیقه با شدت 15 متر در دقیقه و سپس مدت 2 دقیقه با شدت 10 متر در دقیقه روی نوار گردان می‏دویدند. پروتکل تمرین LIT نیز با سرعت 20 متر بر دقیقه و مدت 15 دقیقه در هفته‏ی اول شروع شد و به‏تدریج به‏سرعت 25 متر بر دقیقه و مدت 31 دقیقه در هفته‏ی 12 رسید. از هیچ گونه شوک الکتریکی یا تحریک دیگری به‏جز لمس کردن و مالیدن دم برای تحریک استفاده نشد (8).

پروتکل تمرین HIT در هفته‏ی اول به‏صورت 7 تلاش 1 دقیقه ای با سرعت 31 متر بر دقیقه و استراحت فعال (در بین هر تمرین شدید) انجام شد که به‏تدریج در هفته دوازدهم به 10 تلاش 1 دقیقهای با سرعت 55 متر بر دقیقه و استراحت فعال رسید. شدت به‏طور متوسط هفته‏ای 2 متر بر دقیقه اضافه گردید. پس از 13 هفته استفاده از جیرهی غذایی پرچرب، دستورالعمل تمرینی شروع شد. تمرین 5 روز در هفته و 2 روز استراحت در بین این 5 جلسه و برای 12 هفته انجام شد (8).

پس از 48 ساعت از آخرین جلسه تمرینی نمونه‏گیری خون از موش‏ها در حالت ناشتایی و از ورید اجوف گرفته شد. موش­ها با تزریق درون­صفاقی ترکیبی از کتامین (70 میلی‏گرم بر کیلوگرم) و زایلوزین ( 3تا 5 میلی‏گرم بر کیلوگرم) بیهوش شدند. نمونه­های خون در لوله­های فالکون جمع­آوری و داخل یخچال نگهداری شد. نمونه­های خون با سرعت 3000 دور در دقیقه و به‏مدت 15 دقیقه سانتریفیوژ شده و سرم یا پلاسمای آن جداسازی و جهت مراحل بعدی تحقیق (اندازه‏گیری متغیرهای مورد نظر) به فریزر با دمای منفی 70 درجه سانتی­گراد انتقال یافت. برای هموژن­کردن بافت کبدی مراحل زیر انجام شد: 1) بافت مورد نظر از فریزر خارج و با استفاده از ترازوی دیجیتال با دقت 001/0 گرم وزن­کشی شد. 2) بافت داخل لوله آزمایش فالکون 15 قرار داده ­شد و به نسبت هر 5/0گرم بافت مقدار 200 میکرولیتر از محلول لیز کننده تک فازی روی آن ریخته­ شد. 3) برای حفظ پروتئین­های بافت، آپروتینین به‏آن اضافه گردید. 4) با استفاده از هموژنایزر به‏مدت پنج دقیقه با سرعت 8000 دور در دقیقه بافت هموژن شد. 5) محلول بهدست­آمده بهمدت 15 دقیقه با سرعت 3000 دور در دقیقه سانتریفوژ گردید. 6) محلول رویی توسط سمپلر به داخل میکروتیوب منتقل و رسوب باقیمانده دور ریخته­ شد. برای بررسی بیان ژن  RXRαاز تکنیک واکنش زنجیره پلیمراز (rtPCR) استفاده شد. ابتدا طراحی پرایمر انجام شد و سپس اسید ریبونوکلئیک(ANR) کل از بافت‏ها استخراج و به اسیددزوکسی ریبونوکلئیک مکمل (ANDc) تبدیل گردید. در ادامه ANDc به‏روش  PCRتکثیر شده و بیان ژن‏های هدف  مورد بررسی قرار گرفت (8).

برای بررسی میزان بیان ژن هدف از ژن گلیسرآلدهید-3-فسفات دهیدروژناز (GAPDH) به‏عنوان ژن کنترل داخلی استفاده شد. نرم افزار مورد استفاده برای طراحی پرایمرها Gene Runner - Oligo Analyzer 2 بود. توالی پرایمرها و ترکیب مخلوط واکنش  PCRدر جدول1 ارائه شده است.

 

 

جدول1: مشخصات پرایمرها

Product Length = 179

متغیر

پرایمر مستقیم (Forward Primer)

پرایمر معکوس (Reverse Primer)

توالی

GCACTCGCCTATCACCAC

TATCCTCACTGCTGCTCAC

قالب (Template)

156..............G...173

334...................316

غلظت (پیکومولار)

100

100

مواد مورد استفاده برای rtPCR: Master Mix rtPCR به‏میزان 5λ و DEPC water به‏میزان λ 3.

 

 

برنامه واکنش بدین صورت بود که 40 سیکل برای هر چرخه Real-Time PCR در نظر گرفته شد و دماهای هر سیکل شامل 94 درجه سانتی‏گراد برای 20 ثانیه، 58   تا 60 درجه سانتی‏گراد برای 30 ثانیه و 72 درجه سانتیگراد برای 03 ثانیه تنظیم شدند. میزان دما از طریق گرادیان دما و Tm پرایمر تنظیم شد. نمودار Melting جهت بررسی صحت واکنش‏هایPCR  انجام شده و به‏صورت اختصاصی برای هر ژن و در هر بار از واکنش به‏همراه نمودار کنترل منفی جهت بررسی وجود آلودگی در هر واکنش مورد ارزیابی قرار گرفت.

استخراج RNA از بافت‏ها در همه گروه‏های مورد بررسی، طبق پروتکل شرکت سازنده (کیاژن آلمان) انجام گرفت. ابتدا به تخمک‏ها λ 200 تا λ 300 کیازول اضافه شد و به‏مدت 24 ساعت در دمای 80- درجه سانتیگراد  قرار گرفتند. پس از 42 ساعت پلاک موجود در کرایوتیوب را در حالت نیمه انجماد توسط سرسمپلر خرد کرده، سپس کمی پیپتاژ گردید. سپس به نمونه حدود 100λ کلروفرم اضافه شد تا سلول‏ها لیز شود. پس از 1 دقیقه محلول به‏مدت 01 دقیقه سانتریفیوژ (00021 دور در دقیقه) گردید. پس از سانتریفیوژ محلول به سه فاز

 

 

تقسیم شد :قسمت بالایی لوله که شفاف و حاوی RNA بود، قسمت وسطی لوله که سفید رنگ و محتوی بافت لیز شده بود و قسمت پایینی لوله که صورتی و حاوی کیازول بود. مایع شفاف قسمت بالایی لوله به آرامی برداشته و در یک میکروتیوب دی اتیل پروکربنات (DEPC) شده قرار داده شد. سپس 1 میلیلیتر ایزوپروپانول را بر روی ANR شفاف ریخته شد و به‏مدت 1 دقیقه با دست به‏هم زده شد. سپس نمونه‏ها در سانتریفیوژ به‏مدت 01 دقیقه (00021دور در دقیقه) قرار داده شدند. پس از خارج کردن از سانتریفیوژ مایع رویی تخلیه و روی آن 1 میلیلیتر الکل 07 درجه اضافه شد. پس از xetroV کردن، مخلوط در سانتریفیوژ به‏مدت 01 دقیقه (0057 دور در دقیقه) قرار گرفت. سپس مایع رویی با سمپلر تخلیه گردید و پلاک در داخل میکروتیوب خشک شد. به‏منظور حل کردن ANR به‏میزان λ 02 آب مقطر 06  درجه سانتیگراد بر روی پلاک داخل میکروتیوب ریخته شد. پس از آن کمی با سرسمپلر پیپتاژ و به‏مدت 5 دقیقه بر روی صفحه 06 درجه قرار داده شد. ANR استخراج شده تا زمان استفاده در دمای منفی08 درجه سانتی‏گراد قرار گرفت.

در تحقیق حاضر از آمار توصیفی برای طبقه­بندی و تنظیم داده­ها و تعیین شاخص­ مرکزی (میانگین) و شاخص پراکندگی (انحراف معیار) استفاده شد. برای بررسی طبیعی بودن توزیع داده‌ها از آزمون شاپیروویلک استفاده شد. پس از اینکه مشخص شد توزیع داده‏ها طبیعی نیست (05/0p<)، از آزمون کروسکالوالیس برای مقایسه سه گروه و از آزمون یومنویتنی برای مقایسه جفتی گروه‏ها (سه مرحله آزمون یومنویتنی) استفاده شد. ازنرم افزار IBM SPSS 23 برای تجزیه و تحلیل‏های آماری استفاده شد.

نتایج

طبق نتایج آزمون شاپیروویلک توزیع داده‏ها طبیعی نبود (05/0p<)، بنابراین آزمون‏های ناپارامتریک کروسکالوالیس و یومنویتنی برای آنالیز داده‏ها مورد استفاده قرار گرفتند. نتایج آزمون کروسکالوالیس نشان داد که بین مقادیر میانگین بیان ژن RXRα در گروه‏های تحقیق تفاوت معنی‏داری وجود دارد (002/0=p) (جدول2).

 

 

جدول2: تفاوت های بین گروهی بیان ژن RXRα بر اساس آزمون کروسکالوالیس (KW)

گروه

M ± SD

نتایج KW

کنترل

(10-7×3)± (10-7×9)

مجذور خی = 5/12

درجات آزادی = 2

مقدار P = 002/0

تمرین HIT

(10-6×93)± (10-4×3)

تمرین LIT

(10-5×2)± (10-4×1)

براساس نتایج آزمون KW، بین گروه‏ها تفاوت معنی‏داری در بیان ژن RXRα وجود داشت (P≤0/05) و نیاز به تست تعقیبی (آزمون یومنویتنی) برای تعیین تفاوت‏های دقیق بین گروهی بود.

 

 

نتایج آزمون یومنوتنی نشان داد که مقادیر میانگین RXRα بین گروه‏های کنترل با تمرین HIT، کنترل با تمرین LIT و تمرین  HITنسبت به گروه‏های تمرین LIT به‏طور معنی‏داری متفاوت هستند (05/0p<)، به‏طوری‏که بیشترین میزان بیان ژن RXRα در گروه تمرین HIT و کمترین میزان آن در گروه کنترل بود (جدول3).

 

 

جدول3: تفاوت‏های بین گروهی بر اساس آزمون یومنویتنی

متغیر

برون‏داد آزمون یومنویتنی

مقایسه گروه‏های 1و2

مقایسه گروه‏های 1و3

مقایسه گروه‏های 2و3

RXRα

(normalized data)

مقدار U

000/0

000/0

000/0

مقدار Z

6/2-

6/2-

6/2-

P-value

008/0

008/0

008/0

گروه1: گروه کنترل، گروه2: گروه تمرین HIT، گروه3: گروه تمرین LIT.

براساس نتایج این جدول، میزان بیان ژن RXRα در گروه 2 بیشتر از گروه 3 و در گروه 3 بیشتر از گروه1 بود (P≤0/05).

 

 

بحث

تحقیقات بسیار محدودی درباره تاثیر فعالیت بدنی بر بیان ژن یا فعالیت RXRα انجام شده است. نتایج این تحقیق نشان داد که میزان بیان ژن RXRα در گروه تمرین HIT بیش از LIT و در گروه تمرین LIT بیش از کنترل بوده است و همه این تفاوت‏ها معنی‏دار بودند. در تحقیق آبرگ و همکاران (10) دو ماه تمرین دویدن تاثیری در فعالیت RXR ایجاد نکرد. نگوساک و همکاران (11) پژوهشی درباره تاثیر فعالیت بدنی بر بیان ژن برخی گیرنده‏های هسته‏ای در رت‏های ماده انجام دادند. در این تحقیق رت‏ها به‏مدت 8 هفته (هفته‏ای 5 جلسه) تحت تمرینات تردمیل قرار گرفتند. نتایج نشان داد که سطوح اسیدهای چرب آزاد و گلیسرول افزایش معنی‏داری پیدا کرد. همچنین در بیان ژن گیرنده ایکس فارنزوئید (FXR)، LXR، RXR، گیرنده ایکس پرگنان (PXR)، ناقلان کاست G5 و G8 متصل به آدنوزین‏تری‏فسفات (ABCG5 و ABCG8) و نیمن پیک C1L1 (NPC1L1) در سلول‏های روده کوچک کاهش معنی‏داری مشاهده شد. البته افزایش بیان ژن RXRα در تحقیق ما در سلول‏های کبدی مشاهده شد.

پروتئینی به‏نام 9- سیس رتینوئیک اسید (9cRA) و دوکوساهگزائنوئیک اسید (DHA) به‏عنوان آگونیست های درونزاد RXR درنظر گرفته می‏شوند. از دیگر لیگاندهای RXR می‏توان دانترون، هونوکیول، اسید فیتانیک، اسید فیتنیک و اسید متوپرنیک را نام برد (12). احتمالا افزایش سطوح این لیگاندها می‏تواند علاوه بر فعال نمودن RXR، موجب افزایش بیان ژن آن نیز بشود. نورآدرنالین مترشحه از سیستم عصبی سمپاتیک قبل و نیز هنگام ورزش، با اتصال به گیرنده غشایی آدرنرژیک بتا 3 موجب فعال شدن آدنیلات سیکلاز می‏شود که تولید آدنوزین مونوفسفات حلقوی (cAMP) را به‏عنوان یک محرک پروتئین کیناز A به دنبال دارد. پروتئین کیناز A با تحریک پروتئین متصل به عنصر پاسخ cAMP (CREB) موجب فعال شدن هم فعال ساز آلفا 1 گیرنده گامای فعال شونده با تکثیر کننده پراکسیزوم (PPARγ) یا همان PGC1αمی‏گردد که محرک فعالیت و نیز احتمالا بیان ژن RXR است (13). مکانیزم‏های مربوط به ویتامین D و عامل آلفای کشنده تومور (TNFα) نیز می‏توانند از عوامل فعال کننده RXR باشند. همچنین افزایش اسیدهای چرب خون ناشی از افزایش لیپولیز در نتیجه سازگاری به تمرینات ورزشی موجب افزایش ورود اسیدچرب به سلول می‏شود که یک فعال کننده و نیز احتمالا محرک بیان ژن RXR است (14، 15).

 

نتیجه­گیری

 

به‏طورکلی یافته‏های این تحقیق نشان داد که 12 هفته تمرین HIT و نیز LIT پس از 13 هفته رژیم پرچرب می تواند در افزایش بیان ژن RXRα موثر باشد که یک راهبرد غیردارویی موثر برای مقابله با اثرات آتروژنیک چاقی و اضافه وزن است.

 

تشکر و قدردانی

بدین‏وسیله از مرکز تحقیقات بنیادی علوم ورزشی و پزشکی مولکولی شهید میرغنی به‏خصوص جناب آقای دکتر جواد میرغنی به‏دلیل انجام عملیات آزمایشگاهی تقدیر و تشکر به‏عمل می آید.

1. Jafari M, Pouryamehr E, Fathi M. The Effect of Eight Weeks High Intensity Interval Training (HIIT) on E-Selection and P-Selection in Young Obese Females, Int J Sport Stud Hlth. 2018; 1(1): e64336.

2. Jafari M, Rashidlamir A, Dastani M, Fathi M, et al. The effect of cardiac rehabilitation on ApoA1 and ApoB in men with coronary heart disease (CHD) after coronary artery bypass graft (CABG). Med Sci J Islamic Azad Univ Tehran Med Branch. 2018; 28(2):117-123.

3. Glass CK, Rosenfeld CK. The coregulator exchange in transcriptional functions of nuclear receptors. Genes Dev. 2000; 14(2): 121-41.

4. Germain P, Chambon P, Eichele G, Evans RM, et al. International Union of Pharmacology.LXIII. Retinoid X receptors. Pharmacol Rev. 2006; 58(4): 760-72.

5. Demina EP, Miroshnikova VV, Schwarzman AL. Role of the ABC transporters A1 and G1, key reverse cholesterol transport proteins, in atherosclerosis. Molecular Biology. 2016; 50(2): 193-9.

6. Russell AP, Hesselink MK, Lo SK, Schrauwen P. Regulation of metabolic transcriptional co-activators and

 

transcription factors with acute exercise. FASEB J. 2005; 19(8): 986-8.

7. Phillips BE, Williams JP, Gustafsson T, Bouchard C, et al. Molecular Networks of Human MuscleAdaptation to Exercise and Age. PloSGenet. 2013; 9(3): e1003389.

8. Mirghani SJ, Peeri M, Yaghoobpour Yekani O, Zamani M, et al. Role or Synergistic Interaction of Adenosine and Vitamin D3 Alongside High-Intensity Interval Training and Isocaloric Moderate Intensity Training on Metabolic Parameters: Protocol for an Experimental Study. JMIR Res Protoc. 2019; 8(1):e10753.

9. Yaghoob pour Yekani O, Azarbayjani MA, Peeri M, Farzanegi P. Effect of type of training on markers of hepatocyte apoptosis in rats fed with high fat diet. Yafte. 2018; 19(5): 106-116.

10. Aberg E, Perlmann T, Olson L, Brene S. Running increases neurogenesis without retinoic acid receptor activation in the adult mouse dentate gyrus. Hippocampus. 2008; 18(8):785-92.

11. Ngo Sock ET, Farahnak Z, Lavoie JM. Exercise training decreases gene expression of endo-and xeno-sensors in rat small intestine. Appl Physiol Nutr Metab. 2014; 39(10): 1098-103.

12. Yamada S, Kakuta H. Retinoid X receptor ligands: a patent review (2007–2013). Expert Opin Ther Pat. 2014; 24(4):443-52.

13. Liu J, Wang Y, Lin L. Small molecules for fat combustion: targeting obesity. Acta Pharm Sin B. 2019; 9(2): 220–236

14. Khammissa RA, Fourie J, Motswaledi MH, Ballyram R, et al. The biological activities of vitamin D and its receptor in relation to calcium and bone homeostasis, cancer, immune and cardiovascular systems, skin biology, and oral health. Biomed Res Int. 2018; 2018: 9276380.

15. Zhang XK, Su Y, Chen L, Chen F, et al. Regulation of the nongenomic actions of retinoid X receptor-α by targeting the coregulator-binding sites. Acta Pharma Sina. 2015; 36(1):102.