مقایسه ویژگی‏های ساختاری، کشت سلولی و القایی اجزا فولیکول پر و مو

نوع مقاله: علمی - پژوهشی

چکیده

هدف: با توجه به این‏که فولیکول‏های مو و پر در جریان تکوین جنینی طی یک الگوی مشابه شکل می‌گیرند هدف تحقیق حاضر این بود که ساختار بافت‏شناسی، قابلیت رشد سلول‏های درمی آن‏ها در محیط کشت و قابلیت القایی این سلول‏های کشت شده برای شروع برهم‏کنش‏های درمی- اپیدرمی مورد مقایسه قرار گیرد.
مواد و روش‎ها: فولیکول‏های پر و مو به‏ترتیب از کبوتر و موش صحرایی تهیه شد. از یک طرف، برخی از فولیکول‏ها برای کارهای بافت‏شناسی آماده شدند و از طرف دیگر فولیکول‏های باقی‏مانده برای خارج کردن پاپیلای درمی از آن‏ها مورد استفاده قرار گرفتند. پاپیلاهای خارج شده در محیط کشت رشد داده شدند. سلول‏های کشت شده سپس به داخل نیمه-فولیکول‏های موی بدون پاپپلا حاصل از موش بدون تیموس پیوند زده شدند. بعد از 28 روز فولیکول‏های دریافت کننده پیوند مورد ارزیابی بافت‏شناسی قرار گرفتند.
 نتایج: مطالعات بافت‏شناسی آشکار کرد که دو فولیکول (پر و مو) علی‏رغم داشتن تفات‏های مشخص بطور کلی دارای ساختار مشابهی هستند. سلول‏های پاپیلای درمی فولیکول مو در محیط کشت نسبت به سلول‏های پاپیلای پر از سرعت رشد بیشتری برخوردار بوده و تجمعات سلولی بزرگتر و متراکم‏تری را ایجاد نمودند. بر خلاف سلول‏های پاپیلای مو، سلول‏های پاپیلای پر نتوانستند در فولیکول‏های تیمار شده سبب القا رشد مو گردند.
نتیجه گیری: علی‏رغم شباهت در الگوی رشد جنینی، ساختار بافتی و رشد در محیط کشت، بنظر می‌رسد که در حالت بلوغ پیام‏های ارسالی از سلول‏های کشت شده پاپیلای درمی فولیکول پر بوسیله سلول‏های اپیدرمی فولیکول مو برای شروع برهم‌کنش درمی-اپیدرمی قابل شناسایی و پاسخ‏گویی نیست.

کلیدواژه‌ها


مقدمه

در جریان تکوین جنینی در مهره‏داران، ضمائم پوستی (مو، پر، ناخن، چنگال، سم، فلس، شاخ، غدد عرق، غدد شیری و ..) در نتیجه برهم­کنش‏های دقیق و دوجانبه­ای که بین اپی‏درم جنینی و اجتماع خاصی از سلول‏های درمی اتفاق می­افتد شکل می‏گیرند (1، 2 و 3). هر دوی این بافت‏ها (اپی‏درم و درم) برای مورفوژنز و ایجاد الگوی طبیعی ضمائم پوستی لازم و ضروری هستند. دلیل این ضرورت و وابستگی دوجانبه وجود مسیرهای پیام‏رسانی مولکولی است که بین اپی­تلیوم و مزانشیم جنینی وجود داشته که در نتیجه آن نوع، شکل، اندازه و الگوی پوست و ضمائم آن تعیین می­گردند (4). این مسیرهای پیام­رسانی و برهم­کنش دو جانبه صرفا به دوران جنینی محدود نمی­گردند بلکه در سرتاسر طول زندگی یک مهره­دار اتفاق می­افتد و به همین دلیل است که این ضمائم در طول زندگی این جانوران به طور مرتب یکسری تغییرات چرخه­ای را پشت سر می­گذرانند (1و 5).

هنگام تشکیل ضمائم پوستی، اپی‏درم جنینی پیشاپیش به لایه‏های سلولی قاعده­ای، بینابینی و پریدرم سازمان یافته است. در این زمان درم زیرین حاوی سلول‏های مزانشیمی است که به‏طور سست در یک ماتریکس آبکی محتوی عروق خونی، عناصر عصبی و تعدای از مولکول‏های ماتریکس خارج سلولی (Extracellular Matrix) یا ECM قرار دارند (6). تشکیل پلاکود اپی‏درمی اولین نشانه مورفولوژیکی از شروع فرآیند مورفوژنز ضمائم پوستی است که با تکثیر موضعی سلول‏های اپیدرمی همراه می‏گردد (7). پیشنهاد شده که چندین فاکتور پیام رسان (سیگنالینگ) در ایجاد این پلاکود نقش دارند،  از جمله فاکتور رشد فیبروبلاست 2 (Fibroblast Growth Factor2) یا FGF2  (8) و انواعی از پروتئین‏های مورفوژنز استخوان (Bone Morphogenesis Proteins) یا BMPها (9 و 10). متعاقبا پلاکود اپیدرمی فاکتورهایی نظیرSonic hedgehog یا Shh، Wnt-7a و Msx بیان می‏کند که سبب متراکم شدن سلول‏های مزانشیمی زیرین می‏گردد (11). مزانشیم متراکم شده در پاسخ یک افزایشی در غلظت مولکول‏های ECM نظیر فیبرونکتین، مولکولهای چسباننده سلولی (Cell Adhesion Molecules) یا CAM مثل مولکول چسباننده سلولی عصبی (Neural cell adhesion molecule) یا NCAM  و تناسین، فاکتورهای رشد از قبیل فاکتور رشد تغییر دهنده β2 (Transforming Growth Factor β2) یا TGFβ2 و سایر مولکول‏ها نمایان می‏کند که آن‏را از مزانشیم مجاور متمایز می­نماید (12). این فاکتورها از مزانشیم به اپی‏درم ارسال شده تا آن‏را وادار به بیان Msx-1 و Msx-2 نماید و این دو فاکتور هستند که رشد و مورفوژنز ضمائم پوستی را تنظیم می‏کنند. ژن‏های Hox احتمالاا فنوتیپ این ضمائم را تعیین می‏نمایند (11).

پر و مو دو زائده پوستی هستند که در دو رده متفاوت مهره­داران خون‏گرم یعنی پرندگان و پستانداران یافت می­شوند و هر یک نقش‏های مهمی در بقا و سازگاری این موجودات در عالم حیات داشته و دارند (13 و 14). این دو زائده محصول فولیکول­هایی هستند که همانطور که اشاره شد در طی تکوین جنینی به طریق تقریبا یکسانی شکل گرفته و در حالت بلوغ و رشد کامل نیز از ساختار و عمل‏کرد نسبتا یکسانی برخوردارند. این شباهت چنان است که گاها می­توان بخش‏هایی از فولیکول پر را با فولیکول مو و یا بالعکس جابه‏جا کرد بدون این‏که در عمل‏کرد فولیکول حاصله تغییری بوجود آید. برای مثال نشان داده شده است که بافت درمی تشکیل دهنده پر از جوجه این قابلیت را دارد که در اپی‏درم در حال تکوین پستانداران تشکیل فولیکول مو را القا نماید و برعکس (15). یک بخش مهم از فولیکول پر و مو که در حفظ عمل‏کرد آن‏ها بسیار ضروری است پاپیلای درمی (dermal papilla) می­باشد (16). پاپیلای درمی در فولیکول بالغ در حقیقت باقیمانده­ای از همان سلول‏های متراکم مزانشیمی جنینی است که در انتهای قاعده­ای آن قرار می­گیرند. این توده سلولی علاوه بر اینکه پیش­نیازی برای شروع تکوین فولیکول است در حفظ آن در حالت بلوغ نقش اساسی دارد (17و 18). القا روند تکثیر سلولی در سلول‏های بنیادی اپی‏درمی در شروع هر چرخه فولیکول در دوران بلوغ نیازمند مولکول‏های پیام‏رسانی است که از پاپیلای درمی منشا می‏گیرند. به‏علاوه قابلیت القایی پاپیلا به گونه­ای است که حتی اگر با اپیدرمهای غیر همنوع مجاور گردد  قابلیت‏های القایی بسیار قوی از خود به نمایش می‏گذارد (19). به‏عنوان نمونه نشان داده شده که اگر در حالت جنینی پاپیلای درمی فولیکول مو به‏طور هتروتوپیک به‏داخل یک فولیکول مو که قبلا از پاپیلای درمی تخلیه شده پیوند گردد این پاپیلا می­تواند ایجاد پر را در فولیکول پیوند شده القا نماید (15). علاوه بر این ثابت شده که سلول‏های کشت شده حاصل از پاپیلای درمی فولیکول مو نیز این قابلیت را دارند که اگر به داخل فولیکول عاری از پاپیلای درمی یا بافتی که معمولا مو تولید نمی‏کند پیوند شوند میتوانند تولید مو را در بافت پیوند شده تحریک نمایند (20 و 21). حال با توجه به قابلیت و استعداد القایی بسیار بالای پاپیلای درمی فولیکول مو که کاملا شناخته شده است این سوال مطرح می­شود که آیا سلول‏های کشت شده حاصل از فولیکول پر نیز مانند همتایان خود از فولیکول مو این قابلیت را دارند که در صورت پیوند شدن به فولیکول موی فاقد پاپیلای درمی سبب گردند که سلول‏های بنیادی اپی‏درمی موجود در فولیکول مذکور تحریک شده و با تکثیر و تمایز خود یک رشته موی جدید را به‏وجود آورند. این همان سوالی است که این تحقیق قصد پاسخ به آن را دارد. در این مطالعه برای بررسی ساختار فولیکول مو از فولیکول‏های ویبریسا (موهای روی لب پشتی برخی پستانداران) موش صحرایی و برای پر از فولیکول پر کبوتر  به‏عنوان مدل استفاده گردید.

 

مواد و روشها

بدست آوردن و خارج کردن فولیکو‏ل‏های مو و پر از پوست: تعداد 5 موش صحرایی نژاد PVG  ((inbred Piebald Virol Glaxoکه در شرایط آزمایشگاهی نگه‏داری می­شدند و 5 کبوتر چاهی معمولی Columba livia که از بازار تهیه شد برای این کار انتخاب شدند. در تمام مراحل کار با حیوانات زنده موازین اخلاقی استاندارد و اجباری دانشگاه­های انگلستان در مورد رفتار با آن‏ها کاملا رعایت گردید. در مورد هر دو حیوان آن‏ها با قرار دادن آن‏ها در دسیکاتور محتوی کلروفرم ابتدا بی‏هوش و سپس با رها کردن آن‏ها در این شرایط کشته شدند. در مورد موش‏ها، پس از کشته شدن یک برش بر روی پوست لب پشتی آن‏ها ایجاد شد. پوست بریده شده سپس با گیره مخصوص جراحی (clamp) گرفته و به عقب برگردانده شده به گونه­ای که سطح داخلی پوست در معرض دید قرار گرفت. سپس به شیوه­ای که قبلا توصیف شده (22، 23و 24) با کمک پنس­‏های ظریف فولیکول‏های ویبریسا به آرامی و یک به یک از پوست در آورده شد. برخی از فولیکول‏های خارج شده برای مطالعات بافت‏شناسی به محلول فرمالین نمکی 4 درصد (با دمای 4 درجه سانتی‏گراد) منتقل و برخی دیگر برای کشت سلول‏های پاپیلای درمی در محیط حاوی MEM و آنتی­بیوتیک‏ها (گیبکو- انگلستان) قرار گرفتند. 

کبوترها نیز پس کشته شدن با کمک دست شاه‏پرهای بالغ روی بال‏ها کنده شد تا این‏که در لابلای این پرهای بالغ پرهای جوانی که به تازگی از پوست در آمده بودند مشخص شدند. سپس محل اطراف این پرهای جوان با پنبه آغشته با اتانول 70 درصد تمیز شده و سپس همچون موش‏ها در پوست مجاور این فولیکول‏ها با اسکالپل برشی ایجاد و لبه پوست بریده شده با گیره معکوس گردید. متعاقبا از سمت داخل  و با کمک پنس فولیکول این پرهای جوان به آرامی از پوست بیرون کشیده شد. نظیر فولیکول‏های مو، فولیکول‏های پر خارج شده نیز برای مطالعات بافت‏شناسی و کشت سلول به یکی از دو ظرف که در بالا اشاره شد منتقل شدند. در کل در این تحقیق تعداد 12 فولیکول مو و 10 فولیکول پر برای مطالعات بافت‏شناسی و 20 فولیکول مو و 22 فولیکول پر برای کشت سلول مورد استفاده قرار گرفتند.

آماده سازی فولیکولهای تهیه شده برای اهداف مختلف: به‏منظور آماده سازی نمونه­ها برای مطالعات بافت‏شناسی، نمونهها پس از 24 ساعت تثبیت شدن  در محلول 4 درصد فرمالین نمکی با گذراندن از میان یک سری اتانول با غلظت بالارونده (70 درصد و 95 درصد دو ساعت برای هر کدام و 100 درصد سه ساعت) ابتدا آب‏گیری شدند. فولیکول‏ها متعاقبا با قرار گرفتن در تولوئن برای سه ساعت شفاف شده و سپس مرحله نفوذ دادن (برای 24 ساعت) و قالب‏گیری با پارافین در مورد آن‏ها انجام شد. با کمک میکروتوم (Leitz 1512، آلمان) برشهایی به ضخامت 7 میکرومتر از فولیکول‏ها تهیه و برش‏ها با ترکیبی از آبی آلسین، هماتوکسلین وایگرت و پونسا کوتیس (مرک، آلمان) رنگ آمیزی گردیدند (22).

برای تهیه کشت سلول از سلول‏های پاپیلای درمی ابتدا با کمک پنس و یک تیغه اسکالپل فولیکول‏ها از ناحیه یک سوم تحتانی به دو قسمت بریده شدند. سپس بخش فوقانی دور انداخته شد و بخش یک سوم انتهایی (قاعده­ای) که حاوی پاپیلای درمی است به ظروف حاوی MEM (گیبکو-انگلستان) تازه منتقل گردیدند. پاپیلای درمی فولیکول پر و مو سپس با روشی که قبلا  شرح داده شده (24) از این بخش انتهایی جدا و به ظروف حاوی محیط کشت منتقل و برای رشد در انکوباتور با دمای 37 درجه سانتی‏گراد و شرایط 95 درصد اکسیژن و 5 درصد دی اکسید کربن قرار گرفتند. در مورد پاپیلای درمی فولیکول پر لازم به ذکر است که چون این پاپیلا به طور بسیار محکم به بافت اپی‏درمی اطراف چسبیده، برای جدا سازی آن از بافت مذکور برای 3 تا 5 دقیقه در محلول 1 میلی‏گرم بر میلی‏لیتر دیسپیس (گیبکو-انگلستان) قرار گرفتند. محیط کشت مورد استفاده برای رشد سلول‏های پاپیلای درمی فولیکول پر و مو  در هفته اول کشت عبارت بود از MEM، آنتی­بیوتیک‏ها به‏اضافه 20 درصد سرم جنینی گاوی (FCS) (گیبکو-انگلستان). پس از تثبیت و شروع رشد سلول‏ها غلظت سرم محیط کشت از 20 درصد به 10 درصد کاهش پیدا کرد.

پیوند سلول‏های کشت شده پاپیلای درمی فولیکول پر و مو  به فولیکول‏های مو فاقد پاپیلا: از دو موش صحرایی بدون تیموس (athymic) نژاد HsdHan, NZNU-rnuN (Harlan، انگلستان) که در شرایط کاملا استریل نگه‏داری می­شدند پس از کشته شدن، تعداد 16 فولیکول موی ویبریسا از لب پشتی به شیوه ذکر شده در بالا جدا گردید. فولیکول‏های جدا شده به محیط MEM منتقل گردیدند و در آن‏جا با یک برش عرضی نیمه تحتانی فولیکول‏ها درست از محل بالای ورود عصب به دیواره کپسول فولیکول قطع گردید. نیمه تحتانی که حاوی پاپیلای درمی بود دور انداخته شد ولی نیمه بالایی فولیکول برای ادامه کار حفظ گردید. حال از این نیمه­های بالایی فولیکول رشته مو نیز خارج گردید. در نهایت آن‏چه که از این نیمه‏فولیکول‏ها باقی ماند شامل کپسول کلاژنی و بافت اپیدرمی ناحیه بالژ (bulge) بود. حال برای پیوند سلول‏های کشت شده به این نیمه- فولیکول‏ها ظروف کشت حاوی سلول‏های پاپیلای درمی پر و موکه در آستانه پاساژ سوم بودند از انکوباتور خارج و سپس محیط کشت روی سلول‏ها خالی گردید. اکنون با کمک یک اسپاتول بسیار ظریف سلول‏ها به آرامی از کف ظرف کشت تراشیده شده و در گوشه­ای از ظرف به‏صورت یک پلت متراکم شدند. متعاقبا پلت تهیه شده از سلول‏های پاپیلای درمی فولیکول پر یا مو با پنس برداشته شده و به فضای بر جای مانده از رشته مو در نیمه-فولیکولهای آماده شده در مرحله قبل وارد گردید به‏طوری که سلول‏های وارد شده از بیرون قابل روئیت نبودند. بعد از اطمینان از وارد شدن حجم مناسبی از سلول‏های کشت شده به نیمه- فولیکول‏ها آنها تا مرحله بعدی در محیط کشت و داخل انکوباتور نگه‏داری شدند. در این مرحله 8 نیمه‏فولیکول پُر شده با پاپیلای پر و 8 نیمه-فولیکول پُر شده با پاپیلای مو آماده گردید.

برای پیوند  از دو موش صحرایی بدون تیموس دیگر به‏عنوان پذیرنده استفاده شد. برای این‏کار موش‏ها به اتاق جراحی که به امکانات بیهوشی مجهز بود انتقال داده شدند. موش‏ها با استنشاق فلوتن (شرکت دامپزشکی ملینک رود، انگلستان) بی‏هوش شدند و سپس به شکم روی میز جراحی خوابانده و سطح پشتی بدن آن‏ها با اتانول کاملا تمیز گردید. سپس یک برش در پوست حیوان در ناحیه کمر و در کنار ستون فقرات درست بالای کلیه ایجاد شد. سپس به آرامی و با کمک وسایل جراحی ریز این برش عمیق تر شد تا اینکه کلیه حیوان نمایان شود. با استفاده از یک گیره مخصوص (towel clamp) کلیه از قاعده گرفته شده و به سطح پوست آورده تا در آنجا ادامه عملیات انجام گیرد. در این موقع یک برش سطحی در کپسول غشائی کلیه ایجاد و سپس لبه بریده این کپسول بلند شد و با کمک سر سوزن سرنگ یک حفره جیب مانند بین کپسول و بافت زیرین ایجاد شد. حال 4 نیمه-فولیکول تهیه شده در مرحله قبل از انکوباتور خارج و یک به یک در داخل این حفره کیسه مانند قرار گرفتند. پس از این‏کار، کلیه‏ها به محل طبیعی خود برگردند و سپس پوست ناحیه بریده و با کمک نخ جراحی (5/0 coated vicryle، اتیکون، انگلستان) به‏دقت بخیه زده شد. این‏کار برای کلیه دیگر حیوان نیز به‏ترتیب فوق انجام گردید. در نهایت 16 نیمه‏فولیکول پر شده با سلول‏های پاپیلا (8 فولیکول جاوی پاپیلای پر و 8 فولیکول حاوی پاپیلای مو) در 4 کلیه دو موش بدون تیموس جاسازی شدند. بعد از اتمام عمل، حیوانات مذکور در معرض استنشاق اکسیژن خالص (با بستن شیرهوای حاوی فلوتن) قرار گرفتند تا این‏که به‏طور کامل به‏هوش آمده و سپس برای 4 هفته در اتاق حیوانات نگهداری شدند. بعد از گذشت این زمان حیوانات کشته شده و پس از خارج نمودن کلیه آنها فولیکول‏های موی پیوند شده از روی کلیه‏ها جدا و برای مطالعات بافت‏شناسی به طریق اشاره شده در بالا آماده شدند.

نتایج

ساختار تشریحی و بافتی

در مورد فولیکول مو در سرتاسر مرحله رشد یا آناژن (anagen)، انتهای تحتانی فولیکول بخش پیازی شکل یا حباب مانند را به نمایش می‏گذارد (شکل A1). در قسمت مرکزی این حباب یک پاپیلای درمی قرار گرفته که به استثنای بخش ساقه قاعده‏ای توسط بخش اپی‏درمی که معمولا به آن ماتریکس اپی‏درمی گفته می­شود احاطه می‏گردد (شکل B1). پاپیلای درمی بزرگ و مشخص بوده و در قسمت راسی به‏داخل بخش مرکزی (مدولا) رشته موی در حال رشد امتداد می­یابد. سلول‏های پاپیلا در یک ماتریکس خارج سلولی فراوان که میل و قرابت شدیدی با آبی آلسین نشان می‏دهد قرار دارند. ماتریکس اپی‏درمی چند لایه بوده و در ناحیه تحتانی از سلول‏های کروی، کوچک و متراکم تشکیل می‏گردد (شکل C1) ولی در سطوح بالاتر این سلول‏ها حجیم تر و دراز تر شده و به‏نظر می­رسد در حال پشت سر گذاشتن مراحل تمایز به کراتینوسیت­های رشته مو می­باشند.

 

 

 

شکل 1: مورفولوژی و بافت شناسی فولیکول مو (ویبریسا) در مرحلۀ رشد یا آناژن. A) یک نمای کلی فولیکول که شکل حباب-مانند قاعده آن‏را نشان می‏دهد (پیکان سیاه). عصب ورودی به فولیکول (پیکان آبی) نیز به وضوح دیده می­شود. B) یک برش طولی فولیکول که پاپیلای درمی بزرگ (p) و ماتریکس اپی‏درمی (پیکان آبی) پهن و عریض در آن نمایان است. اپی‏درم فولیکول خود بوسیله یک غلاف درمی که در بخش بالای فولیکول (پیکان سیاه) ضخیم تر از نواحی تحتانی است احاطه شده است. C) یک برش نیمه-نازک از بخش قاعده­ای و حباب-مانند فولیکول. پاپیلای درمی (p) به استثنای ساقه اتصالی از تمام جوانب به‏وسیله یک ماتریکس اپی‏درمی وسیع (m) محصور شده است. سلول‏های ماتریکس اپی‏درمی در نواحی تحتانی کوچک‏تر و متراکم‏تر از نواحی بالاتر هستند. در بیرون از ماتریکس اپی‏درمی سلول‏های غلاف درمی (ds) قرار دارند. رنگ آمیزی A و B آبی آلسین، هماتوکسیلین و پونسا و شکل C آبی آلسین. خط نشانه در A، B و C به ترتیب برابر با 200 250 و 30 میکرومتر.

 

 

فولیکول پر در حال رشد نیز واجد مشخصاتی است که بسیار مشابه آن‏چیزی است که فولیکول مو در مرحله مشابه نمایان می­کند. این فولیکول‏ها دارای یک ساختار کوزه مانند هستند که توسط غلافی از بافت همبند احاطه می­شوند (شکل A2). از سطح فوقانی این فولیکول، غلاف پر  (feather sheath) خارج شده که در داخل آن ریشک‏ها قرار دارند. در نهایت همچون ناحیه راسی این غلاف شکافته شده و با نظم گرفتن و مرتب شدن ریشک‏های پهنه پر (vane) شکل میگیرد. در نمای میکروسکوپی، یک توده بسیار بزرگ از سلول‏های درمی در طول ناحیه میانی فولیکول مشاهده می­شوند (شکل B2). این ساختار درمی از دو بخش تحتانی و فوقانی تشکیل می­گردد هر چند که از نظر بافتی مرز کاملا مشخصی بین این دو قابل روئیت نیست. ناحیه تحتانی، پاپیلا نام دارد که از سلول‏های شبه-فیبروبلاست تشکیل شده و در یک ماتریکس خارج سلولی فراوان قرار میگیرند. برخلاف پاپیلای درمی فولیکول مو، پاپیلای پر با آبی آلسین که با گلیکوزآمینوگلیکان‏ها (GAGs) واکنش می­دهد رنگ نگرفت و بلکه با ظاهر قرمز نمایان شد. همچون پاپیلای مو، پاپیلای فولیکول پر نیز به‏جز  در بخش ساقه اتصالی تحتانی بوسیله یک بخش اپی‏درمی ضخیم و چند لایه احاطه می­شود. سلولهای بخش اپی‏درمی به شکل کاملا متراکم  قرار داشته و هنگام رنگ شدن با هماتوکسیلین یک واکنش بازوفیلی قوی از خود نشان می­دهند. این بخش اپی‏درمی که یقه (collar) نام دارد ناحیه­ای است که با انجام تکثیر سلولی در آن، سلول‏های مورد نیاز برای ساختن رشته پر فراهم می­گردد (شکل C2). سه چهارم فوقانی توده درمی پولپ (pulp) نامیده شده و در واقع از سلول‏های مرده و مواد خارج سلولی ترشح شده از سلول‏های پاپیلا تشکیل میگردد. پولپ توسط یک بافت اپیدرمی که از ناحیه یقه نازکتر بوده و حاوی سلولهای پیگمان دار است احاطه می‏شود. در این ناحیه از بافت اپی‏درمی است که سلول‏ها تمایز پیدا کرده و مقدمه تشکیل ریشک­های پر ایجاد می­گردد. بر خلاف مو، در فولیکول پر یک رگ خونی بزرگ از طریق ساقه اتصالی قاعده­ای به پاپیلا وارد و در مرکز پاپیلا و پولپ به طرف ناحیه فوقانی فولیکول حرکت می‏کند (شکل C2).

 

 

 

شکل 2: مورفولوژی و بافت‏شناسی فولیکول پر کبوتر. A) نمای ظاهری یک فولیکول پر جوان و ضمائم آن. در قسمت پائین ساختار کوزه مانند فولیکول پر (F) و در قسمت میانی غلاف پر (پیکان) و در ناحیه راسی ریشک­های پر (سر پیکان) مشاهده می‏شود. B) یک نمای طولی از فولیکول پر در حال رشد. فولیکول دارای یک بخش درمی بزرگ می­باشد که به دو ناحیه تقسیم می‏شود، بخش تحتانی پاپیلای درمی (d) و بخش بالایی پولپ (p) نامیده می‏شود. C) بزرگنمایی بالاتر بخش تحتانی فولیکول پر که مقطع رگ خونی بزرگ مرکزی را نمایان می‏کند (پیکان) در طول پاپیلای درمی (d) و پولپ (p) حرکت می‏کند. در اطراف پاپیلا ماتریکس اپی‏درمی (c)که به‏خوبی با هماتوکسیلین رنگ گرفته، نمایان است. رنگ آمیزی B و C آبی آلسین، هماتوکسیلین و پونسا. خط نشانه در A یک میلی­متر، B و C به ترتیب 50  و 30 میکرومتر.

 


کشت سلولی

کشت سلول‏های درمی حاصل از فولیکول مو و پر نشان داد که سلول‏های پاپیلای درمی مو طی حدود 4 تا 5 روز از بافت کشت شده یا اکسپلنت (explant) شروع به خارج شدن نمودند (شکل A3). در این موقع بافت پاپیلا فروریخته و در حال متلاشی شدن بود و سلول‏های رشد کرده از این بافت تقریبا به‏طور یکسان در تمام جوانب بافت حضور داشتند. این سلول‏ها نسبتا متراکم بوده و یک مورفولوژی فیبروبلاست-مانند با ظاهر ستاره ای را آشکار می­کردند. سلولهای نزدیک به بافت در مقایسه با سلول‏های دور تر کوچکتر و متراکم تر بودند. سلول‏های جدا افتاده یک اندازه بزرگتر  و ظاهری پهن و کشیده را نمایان می‏کردند. سلول‏های پاپیلای مو از سرعت تقسیم بسیار بالایی برخوردار بودند به‏طوریکه ظرف مدت حدود 15 روز از شروع کشت سلول‏های حاصل از 4 تا 5 بافت پاپیلای کشت شده تمام سطح ظرف را می­پوشاندند. معمولا ظروف کشت در این مرحله پاساژ داده می‏شدند و سلول‏های حاصله به چند ظرف تقسیم می­شوند. ولی اگر ظروف کشت در این مرحله پاساژ نمی­شدند و سلولها در ظروف برای مدت بیشتری باقی می­ماندند مشاهده می­شود که سلول‏ها از حالت تک-لایه­ای (monolayer) یکنواخت خارج شده و تجمعات سلولی چند لایه­ای در نقاط مختلف ظرف ایجاد می‏نمودند (شکل B3).

در مورد فولیکولهای پر باید اشاره کرد که تلاش‏های اول برای کشت سلول‏های پاپیلای درمی موفقیت آمیز نبود چراکه آن‏ها معمولا به کف ظرف کشت نمی­چسبیدند. در نتیجه برای کمک به اتصال آن‏ها به بستر، بعد از گذاشتن پاپیلاها در ظرف کشت لامل­های استریل روی آنها قرار داده شد تا بدین‏وسیله به‏طور محکم تر در تماس با کف ظرف قرار گیرند. لامل­ها تا مرحله پاساژ اول بر روی بافت باقی ماندند. بدین ترتیب، پنج تا شش روز بعد از کشت، رشد سلولی در اطراف بافت­های کشت شده مشاهده شد. سلول‏های رشد کرده ظاهر سلول‏های مزانشیمی داشته به گونه ای که دوکی شکل بوده و واجد زوائد دندریتیکی در اطراف خود بودند. سلول‏های مستقر در نزدیک بافت کشت شده متراکم و کوچک ولی به‏طرف نواحی پیرامونی سلول‏ها پهن­تر، بزرگتر و پراکنده تر می­شدند (شکل C3). در مقایسه با سلول‏های پاپیلای مو این سلول‏ها به‏طور خیلی آهسته تر رشد کرده  به‏طوری‏که برای آن‏ها  30 تا 46 روز وقت لازم بود تا این‏که به مرحله پاساژ دادن برسند. بعد از پاساژ  نیز آنها یک رفتار غیرمعمول را نشان می­دادند به این ترتیب که فقط حدود یک سوم از سلول‏های پاساژ داده شده به بستر می­چسبید و بقیه به‏حالت شناور در سطح محیط کشت باقی می­ماندند. به‏علاوه بعد از سه یا چهار بار پاساژ دادن حدود 25 تا 30 درصد سلول‏ها شروع به مردن می­کردند در حالی‏که بقیه بطور طبیعی به رشد آهسته خود ادامه می­دادند. سلوله‏ای پاپیلای پر در حالت کاملا متراکم یا کانفلوئنت هم‏چون پاپیلای مو یک درجه‏ای از رفتار روی هم سوار شدن و تشکیل تجمعات سلولی را به نمایش میگذاشتند، ولی در مقایسه با همتایانشان از فولیکول مو این تجمعات به مراتب کمتر و کوچکتر بود (شکل D3).

 

 

 

شکل 3: تصاویر میکروسکوپ فاز-کنتراست از رفتار سلول‏های پاپیلای درمی فولیکول مو و پر در محیط کشت. A) سلول‏های پاپیلای درمی مو 3 تا 5 روز بعد از شروع کشت از اطراف بافت‏های کشت شده خارج شدند. سلول‏های مرکزی نسبت به سلول‏های پیرامونی کوچکتر و متراکم‏ترند. B) سلول‏های پاپیلای درمی مو در حالت متراکم تجمعات سلولی زیادی را بر روی کف ظرف کشت ایجاد نمودند. C) سلول‏های پاپیلای درمی فولیکول پر 14 روز بعد شروع کشت. همان‏طور که مشاهده می­شود بافت دچار فروپاشی شده و سلول‏ها از آن به بیرون رشد نموده­اند سلول‏های اطراف بافت کشت شده بسیار متراکم‏تر و کوچک‏تر از سلول‏های پیرامونی هستند. D) سلول‏های پاپیلای درمی پر در حالت کانفلوئنت تجمعات سلولی (پیکان) را به نمایش می‏گذارند. از نظر تعداد این تجمعات و تعداد سلول‏های شرکت کننده در آن‏ها به میزان آن‏چه در مورد پاپیلای مو دیده شد نیست. خط نشانه A و B برابر با 200 و C و D برابر با 100 میکرومتر.


قابلیت القایی سلول‏های کشت شده پاپیلا در نیمه بدون پاپیلای فولیکول مو موش بدون تیموس

بعد از گذشت 24 روز از پیوند سلول‏های کشت شده در نیمه‏‏فولیکول‏های فاقد پاپیلا مشاهده شد که از 8 مورد نیمه‏‏فولیکول‏هایی که پاپیلای مو را دریافت کرده بودند در 6 مورد یک موی پیچ خورده از راس فولیکول خارج گردیده است (شکل A4)، در حالی‏که در هیچ یک از نیمه-فولیکول‏هایی که سلول‏های پاپیلای درمی پر را دریافت کرده بودند از بیرون هیچ نشانه‏ای از رشد رشته مو دیده نشد. برای پی بردن به جزئیات ساختاری، این نیمه-فولیکول‏ها برای مطالعات بافت‏شناسی آماده شدند. برش‏های بافتی تهیه شده از  آن‏ها نشان داد که در نمونه‏هایی که سلول‏های پاپیلای مو دریافت کرده بودند یک ساختار حباب مانند (متشکل از ماتریکس اپیدرمی و پاپیلای درمی) در بخش قاعده­ای تشکیل شده (شکل B4) و یک رشته مو از این ساختار درمی-اپیدرمی بوجود آمده است. مشاهدات میکروسکوپی نیمه-فولیکول‏های پیوند شده با سلول‏های پاپیلای پر نشان داد که آن‏ها فاقد چنین ساختاری بوده و هیچ‏یک از ماتریکس اپیدرمی و پاپیلای درمی در آن‏ها تشکیل نشده بود. این در‏حالی بود که هنوز سلول‏های پیوند شده در ناحیه مرکزی فولیکول تیمار شده حضور داشتند. هم‏چنین با توجه به ساختار فولیکول حتی هیچ نشانه‏ای از تشکیل ماتریکس اپی‏درمی در اطراف سلول‏های پیوند شده مشاهده نمی­شد (شکل C4).

 

 

 

 شکل 4: نیمه-فولیکول‏های پر شده با سلول‏های کشت شده پاپیلای درمی مو و پر. A) نمای خارجی نیمه-فولیکولی که سلول‏های کشت شده پاپیلای مو را دریافت کرده بود. همانطور که ملاحظه می­شود یک موی بلند و پیچ خورده از انتهای راسی فولیکول نمایان است. B) مقطع بافت شناسی نیمه-فولیکول شکل A. در ناحیه تحتانی یک ماتریکس اپی‏درمی نازک (پیکان) در اطراف سلول‏های پاپیلای درمی (p) شکل گرفته است. C) برش بافتی فولیکولی که سلول‏های کشت شده پاپیلای پر را دریافت کرده بود. سلول‏های پاپیلای کبوتر در مرکز ناحیۀ تحتانی فولیکول مشاهده می­شوند (پیکان) ولی در اطراف آن‏ها هیچ ماتریکس اپی‏درمی تشکیل نشده است. رنگ آمیزی در B و C آبی آلسین، هماتوکسیلین و پونسا. خط نشانه در A، B و C به ترتیب 200، 100 و 75 میکرومتر.

 


بحث

مو علاوه بر کارکرد بیولوژیکی (محافظت، عایق بندی حرارتی، درک حس و غیره) با توجه به نقش اجتماعی و مذهبی که در جامعه انسانی دارد از جنبه­های مختلف همچون ساختار میکروسکوپی، ویژگی‏های اولترا میکروسکوپی، کشت سلول اجزا و بخش‏های مختلف، سیگنال‏های سلولی، مولکول‏های پیام بر سلولی و ویژگی‏های القایی بخش‏های مختلف، مورد مطالعات گسترده قرار گرفته است (25، 26، 27 ، 28 و 29). لیکن پر به‏دلیل نداشتن همین نقش اجتماعی علی‏رغم این‏که هر دوی آن‏ها طی دوران جنینی از طریق یک الگوی مشابه تشکیل میشوند و در حالت بلوع نیز یک الگوی فعالیت چرخه‏ای مشابهی را به نمایش می‏گذارند مورد مطالعه چندانی قرار نگرفته است. البته نباید فراموش کرد که مطالعات نسبتا زیادی روی ویژگی‏های القایی بافت جنینی سازنده پر انجام گرفته ولی این تحقیقات با تحقیقات فوق العاده گسترده­ای که روی فولیکول مو انجام گرفته و می­گیرد به هیچ وجه قابل قیاس نیست (30، 31، 32 و 33). در این مطالعه نشان داده شد که فولیکول پر در طی دوره رشد یک ساختاری را به نمایش می‏گذارد که قطع نظر از تفاوت‏های محدود به‏طور کلی شبیه ساختمان فولیکول مو می‏باشد. یکی از این تفاوت‏ها که در این مطالعه مورد توجه و مشاهده قرار گرفت این بود که علاوه بر عروق خونی کوچک (شبه-مویرگ) که به‏طور پراکنده هم در پاپیلای درمی پر و هم پاپیلای درمی مو دیده می‏شود، پاپیلای فولیکول پر واجد یک رگ بزرگ مرکزی است که در طول پاپیلا و پولپ حرکت می­کند و این با گزارشات قبلی در تطابق است (2). با توجه به اینکه نقشی که پر در زندگی و فعالیت‏های زیستی پرنده دارد بسیار حیاتی تر از نقشی است که مو در زندگی پستاندار دارد وجود این رگ بزرگ غذا رسان به فولیکول پر قابل درک است، چراکه پرنده در طول پرواز برای معلق ماندن در هوا  و غلبه بر نیروی جاذبه زمین پرنده به فعالیت پرهای خود متکی است و این می طلبد که بدن به این اندام حیاتی توجه بیشتری کرده و تبادلات غذایی و گازهای تنفسی آن‏را تسریع و تسهیل نماید. در این مطالعه مقدور نشد که ساختمان فولیکول پر پرندگان غیر‏پروازی همچون مرغ خانگی مورد مطالعه و مقایسه با پر کبوتر قرار گیرد ولی به احتمال بسیار قوی در پرندگان غیر-پروازی این رگ مرکزی یا وجود ندارد و یا از ابعاد کوچکتری برخوردار می‏باشد. همچنین در مطالعات قبلی (22) مشخص شده که نه تنها دیواره این رگ بلکه ماهیچه راست کننده آن از لحاظ بیان اکتین عضلۀ صاف (ASMA) بسیار غنی است. اکتین عضله صاف در فعالیت‏های انقباضی نقش دارد و بیان بسیار زیاد این پروتئین در این رگ در فولیکول پر شاید نشان از نقش آن در حرکت ساقه پر باشد. وجود ناحیه­ای مشخص در بالای پاپیلای درمی (پولپ) پر که صرفا محتوی ماتریکس خارج سلولی است و عدم وجود آن در فولیکول مو تفاوت دیگری بود که در این دو فولیکول یافت شد. عقیده بر این است که این ناحیه در نتیجه مرگ سلولی برنامه ریزی شده (آپوپتوزیس) که در سلول‏های پاپیلا رخ می‏دهد به‏وجود می­آید و در منشعب شدن یا رشته رشته شدن پر  نقش دارد (11). در فولیکول مو اجتماعی از سلولهای اپی‏درمی در ناحیه فوقانی فولیکول که به ناحیه بالژ (bulge region) شناخته می‏شود وجود دارند که در حقیقت سلول‏های بنیادی اپی‏درمی مو هستند (34). در فولیکول پر چنین اجتماعی از سلول‏ها در این ناحیه فوقانی وجود ندارد بلکه عقیده بر این است که سلول‏های بنیادی اپی‏درمی مو  در همان ناحیه یقه (collar) و اطراف پاپیلای درمی وجود دارند و نه در بالای فولیکول (2). مطالعات نشان داده اند که برخلاف منشا جنینی یکسان این دو زائده پوستی دارای منشا تکاملی متفاوتی هستند و شاید این یکی از دلایل تفاوت‏های ساختاری مشاهده شده در این دو فولیکول باشد (30).

مطالعات کشت سلولی نشان داد که سلول‏های پاپیلای درمی فولیکول مو همان رفتاری را نمایان می­کنند که قبلا به‏وسیله دیگران توصیف شده است (35)، به این ترتیب که آن‏ها از تمایل و سرعت بسیار خوبی برای رشد در محیط کشت نشان می‏دادند به‏طوری‏که در مدت کوتاهی بعد از کشت قابلیت پاساژ مجدد را به‏دست می­آوردند. از طرف دیگر تحقیقات بسیار محدودی بر روی کشت سلول‏های پاپیلای درمی فولیکول پر انجام گرفته است و بیشتر این تحقیقات نیز بر روی مرغ بعنوان حیوان مدل صورت گرفته است. به‏عنوان نمونه Choung و همکاران (36) با کشت سلول‏های پاپیلای پر به بررسی بیان مولکول‏های چسباننده سلولی (CAM) در سلول‏های کشت شده پرداختند. آن‏ها  در حین مطالعه مشاهده کردند که این سلول‏ها در حالت متراکم تجمعات سلولی محدود را به نمایش می­گذارند. در تحقیق حاضر نشان داده شد که در مقایسه با سلولهای پاپیلای درمی مو، همقطارانشان از فولیکول پر از سرعت رشد کمتری برخوردار بوده و در حالت تراکم تجمعات سلولی مشخصی را به نمایش می‏گذارند، هرچند که این تجمعات از نظر شدت و تراکم به اندازه پاپیلای مو نبود.

در باره تجمعات سلولی سلول‏های مزودرمی پژوهش­های زیادی صورت گرفته و نشان داده شده که تشکیل آن یک مرحله حیاتی در مورفوژنز بسیاری از سیستم­ها و اندام‏های زیستی است و در شکل‏گیری تمام ضمائم پوستی از جمله فولیکول مو و پر ارتباط تنگاتنگی دارد (5). در طی مرحله جنینی فولیکول پر و مو، تشکیل تجمع سلولی پیشاپیش تشکیل پاپیلای درمی اتفاق می‏افتد و سلول‏های پاپیلا این ویژگی را نه تنها در طی دوره رویانی بلکه در تمام طول زندگی بعد از تولد نیز حقظ می‏کنند (37). چون فولیکول مو و پر بطور مداوم درگیر فرآیندهای چرخه­ای رشد و پسرفت (regression) هستند پیشنهاد شده که که این ویژگی گرد هم آمدگی سلول‏های پاپیلا از تخریب و اضمحلال فولیکول‏های مربوطه جلوگیری می‏کند (35). از طرف دیگر شواهد معتبری وجود دارد که آن‏دسته از سلول‏هایی درمی که از قابلیت تجمع و گردآمدگی خوبی برخوردارند، در مقایسه با فیبروبلاست‏ها که فاقد این ویژگی هستند، از قابلیت القایی بسیار خوبی برخوردار می‏باشند (38). البته نتیجه‏گیری قطعی در مورد ارتباط بین قابلیت تجمع سلولی و واکنش‏های القایی نیاز به تحقیقات بیشتری دارد ولی گزارش شده که جمعیت‏های سلولهای غلاف درمی (dermal sheath) حاشیه فولیکول مو بسته به میزان قابلیت گرد­آمدگی که در محیط کشت نشان می‏دهند از قابلیت القایی متفاوتی برخوردار هستند. به این ترتیب که سلول‏های غلاف درمی پائین فولیکول نسبت به سلول‏های غلاف درمی حاصل از بخش بالایی فولیکول در کشت از پتانسیل جمع شدگی بیشتری برخوردارند و آن‏ها در صورت پیوند به فولیکول‏های دیگر می‏توانند در برهم­کنش با بافت اپی‏درمی یک رشته مو ایجاد کنند درصورتی‏که سلول‏های غلاف درمی بخش بالای فولیکول قابلیت شروع چنین برهم­کنش‏هایی را ندارند (20). هم‏چنین مدارکی وجود دارد که نشان می‏دهند سلول‏هایی که در محیط کشت استعداد بیشتری برای گردهم‏آمدگی نشان می‏دهند از نطر ECMs بسیار غنی هستند و آن‏ها نیز می­تواند یکی از عوامل درگیر در فرآیندهای القایی باشند.

در تحقیقات قبلی نشان داده شده است که سلول‏های جنینی درمی و اپی‏درمی ضمائم پوستی پرندگان و پستانداران این قابلیت را دارند که در صورت قرار گرفتن در کنار یکدیگر برهم­کنش‏های القایی را شروع کرده و فولیکول کامل پر یا مو را ایجاد نمایند (15). اما در این مطالعه نشان داده شد که سلول‏های پاپیلای درمی فولیکول پر کبوتر برخلاف پاپیلای مو فاقد پتانسیل لازم برای برهم‏کنش با اپی‏درم فولیکول موی موش صحرایی هستند. بخشی از این عدم موفقیت ممکن است ناشی از مقدار کمتر ECMs در بین سلول‏های پاپیلای پر  باشد که این موضوع در قابلیت گردهم­آمدگی کمتر این سلول‏ها نیز نمایان شد. همان‏طور که در بالا اشاره شد نشان داده شده که ECMs در شروع برهم­کنش‏هایی القایی نقش دارند و در نتیجه یک احتمال برای عدم موفقیت ممکن است این باشد که مقدار ECMs موجود در بین سلول‏های پاپیلای پر برای شروع گفتگو و واکنش با اپی‏درم فولیکول مو کافی نبوده است. از طرفی، در تحقیقات قبلی از بافتهای جنینی استفاده می­شده است و شاید در این مرحله جنینی پیامی که توسط سلول‏ها ارسال می‏شود می­تواند به‏وسیله سلول‏های دیگر شناسایی و فهمیده شود. در مطالعه اخیر از سلول‏های حیوان بالغ استفاده و لذا یکی دیگر از دلایل این ناکارآمدی سلول‏های پاپیلای درمی فولیکول پر در شروع واکنش‏های القایی ممکن است این باشد که در مرحله بلوغ سلول‏های اپی‏درمی فولیکول مو قادر نبوده­اند سیگنال‏های ارسالی از سوی پاپیلای پر را شناسایی و درک نمایند. طبیعتا با عدم شناسایی پیام پاسخی نیز در آن‏ها ایجاد نشده است. نکته آخر این‏که در مورد سلول‏های پاپیلای درمی فولیکول مو گزارش شده که این سلول‏ها در محیط کشت بعد از چند بار پاساژ دادن قابلیت القایی خود را از دست داده و دیگر نمی­توانند بافت اپی‏درمی را برای تشکیل فولیکول مو القا کنند (39 و 40). از همین جهت برای بازگرداندن قدرت القایی آن‏ها محیط کشت‏های خاصی طراحی شده (با فعال کردن مسیرهای سیگنالینگ Wnt و BMP) تا مدت ماندگاری این قابلیت را در آنها افزایش دهند (41 و 42). در تحقیق حاضر از سلول‏هایی پاپیلای درمی که در آستانه پاساژ سوم بودند استفاده گردید. با توجه به نکته فوق شاید اگر در این تحقیق نیز از سلول‏های جوان‏تری استفاده می­شد نتیجه بهتری حاصل می‏گردید. با همه این موارد، ارائه یک جواب و دلیل قطعی برای این تفاوت در قابلیت القایی سلول‏های پایپلای درمی پر  و مو مستلزم این است که  تحقیقات بیشتری در این زمینه انجام گیرد. 

نتیجه­گیری

علی‏رغم شباهت در الگوی رشد جنینی، ساختار بافتی و رشد در محیط کشت، به‏نظر می­رسد که در حالت بلوغ پیام‏های ارسالی از سلول‏های کشت شده پاپیلای درمی فولیکول پر بوسیله سلول‏های اپی‏درمی فولیکول مو برای شروع برهم­کنش درمی‏اپیدرمی قابل شناسایی نبوده و به همین دلیل سلول‏های پاپیلای پر نتوانستند تشکیل ماتریکس جدیدی را در فولیکول‏های تیمار شده موش بدون تیموس القا نمایند.

تشکر و قدردانی

این تحقیق در گروه زیست­شناسی دانشگاه دورهام، انگلستان، صورت گرفته که بدین‏وسیله از همکاری مدیریت این گروه و دانشگاه صمیمانه سپاسگزاری می­گردد

1. Sennett T, Rendl M. Mesenchymal–epithelial interactions during hair follicle morphogenesis and cycling. Seminars in Cell and Developmental Biology. 2012; [in press]

 

2. Yu M, Yue Z, Wu P, Wu DY, et al. The developmental biology of feather follicles. International Journal of Developmental Biology. 2004; 48: 181-191.

3. Chuong CM, Chodankar R, Widekitz RB, Jiang TX. Evo-Devo of feathers and scales. Building complex epithelial appendages. Current Opinions in Genetics and Development. 2000; 10: 449-456.

4. Widelitz RB. Wnt signaling in skin organogenesis. Organogenesis. 2008; 4(2): 123-133.

5. Al-Nuami Y, Baier G, Watson, REB, Chuong CM, et al. The cycling hair follicle as an ideal systems biology research model. Experimental Dermatology. 2010; 19: 707-713.

6. Kaplan ED, Holbrook KA. Dynamic expression pattern of tenascin, proteoglycans, and cell adhesion molecules during hair follicle morphogenesis. Developmetal Dynamics. 1994; 199: 141-155.

7. Driskell RR, Clavel C, Randl M, Watt FM. Hair follicle dermal papilla cells at a glance. Journal of Cell Science. 2011; 124; 1179-1182.

8. Song HK, Wang YY, Goetink PF. Fibroblast growth factor-2 can replace ectodermal signalling for feather development. Proceeding National Academy of Science USA, 1996; 93: 10246-10249.

9. Yu N, Wu P, Widelitz RB, Chuong CM. The morphogenesis of feathers. Nature. 2002; 420(21): 308-312.

10. Bitgood MJ, McMahon AP. Hedgehog and BMP genes are coexpressed at many diverse sites of cell-cell interaction in the mouse embryo. Developmental Biology. 1995; 172: 126-138.

11 Ting-Berreth SA, Chuong CM. Sonic hedgehog in feather morphogenesis- Induction of mesenchymal condensation and association with cell-death. Developmental Dynamics. 1996; 207: 157-170.

12. Ting-Berreth SA, Chuong CM. Local delivery of TGF b2 can substitute for placode epithelium to induce mesenchymal condensation during skin appendage morphogenesis. Developmental Biology. 1996: 179: 347-359.

13. Messenger AG. The control of hair growth: an overview. Journal of Investigative Dermatology. 1993: 101: 4s-9s.

14. Schneider MR, Schmidt-Ullrich R, Paus R. The hair follicle as a dynamic miniorgan. Current Biology. 2009; 19(3): R132-R142.

15. Oliver RF. The induction of hair follicle formation in the hooded rat by vibrissa dermal papillae. Journal of Embryology and Experimental Morphology. 1976; 23: 219-236.

16. Teumer J, Cooley J. Follicular cell implantation. An emerging cell therapy for hair loss. Seminars in Plastic Surgery. 2005; 19(2): 193-200.

17. Roh C, Tao G, Lyle S. Dermal papilla-induced hair differentiation of adult epithelial stem cells from human skin. Physiological Genomics. 2004; 19: 207-217.

18. Stenn KS, Paus R. Controls of hair cycling. Physiological Reviews. 2001; 81(1): 49-494.

19. Jahoda, CAB, Oliver RF. Dermal papilla and the growth of hair. In hair and hair diseases. Edited by C. E. Orfanos and R. Happle, Springer-Verlag, Berlin, 1990; 19-44.

20. Jahoda  CAB. Induction of follicle formation and hair growth by vibrissa dermal papillae implanted into ear wounds: Vibrissa-type fibres are specified. Development. 1992; 115: 1103-1109.

21. Jahoda CAB, Reynolds AJ, Oliver RF. Induction of hair growth in ear wounds by cultured dermal papilla cells. Journal of Investigative Dermatology. 1993; 101: 584-590.

22. Gharzi A, Abbasi M, Jahoda, CAB. [Study of expression of α-SMA in dermal cells of skin appendages by immunohistochemistry]. Journal of Cell & Tissue. 2011; 1(2): 65-74. Persian

23. Gharzi A, Reynolds AJ, Jahoda CAB. Plasticity of hair follicle dermal cells in wound healing and induction. Experimental Dermatology. 2003; 12: 126–136.

24. Gharzi A, Jahoda CAB.[ A Survey of Attachment and Proliferative Characteristics of Different Population of Hair Follicle Epithelial Cells in Culture. Journal of Cell & Tissue]. 2012; 3(1): 9-19. Persian.

25. Millar SE. Molecular mechanisms regulating hair follicle development. Journal of Investigative Dermatology. 2002; 118: 216-225.

26. Andl T, Reddy ST, Gaddapara T, Millar SE. Wnt signals are required for initiation of hair follicle development. Developmental Cell. 2002; 2: 643-653.

27. Wang JM, Zhang JT. Progress in relevant growth factors promoting the growth of hair follicle. American Journal of Animal and Veterinary Sciences. 2012; 7(2): 104-111.

28. Zhang S, Hu H, Zhang H, Liu S, et al., Hair follicle stem cells derived from single rat vibrissa via organ culture reconstitute hair follicles in vitro. Cell Transplantation. 2012; 21(6): 1075-1085.

29. Batchkarev VA, Fessing MY. Edar signaling in the control of hair growth development. Journal of Investigative Dermatology ,Symposium Proceeding. 2005; 10: 247-251.

30. Wu W, Xu RF, Gue X, Li CH. et al. Characterization of embryonic feather follicle development in the Chinese indigenous Jilin white goose. Asian-Aust. Journal of Animal. Science. 2008; 21(3): 346-352.

31. Xu YL, Sun JG, Wu FB, Xi YM. Investigation of characteristics of feather follicle stem cells and hair regeneration potential. Journal of Stem Cells and Regenerative Medicine. 2011; 7(2): P69-P74.

32. Stenttenheim PR. The integumentary morphology of modern birds- An Overview. American Zoology. 2000; 40: 461-477.

33. Rosenthal KL, Morris DO, Mouldin EA, Ivey ES, et al. Cytologic, Histologic and Microbiologic characterization of feather pulp and follicles of feather-picking psittacine Birds- A preliminary study. Journal of Avian Medicine and Surgery. 2004; 18(3): 137-143.

34. Toyoshima KE, Asakawa K, Ishibashi N, Tiki H, et al. Fully functional hair follicle regeneration through rearrangement of stem cells and hair niches. Nature Communications. 2012; 3: 1-12.

35. Jahoda CAB, Oliver RF. Vibrissa dermal papilla cell aggregative behaviour in vivo and in vitro. Journal of Embryology and Experimental Morphology. 1984; 79: 211-224.

36. Chuong CM, Chen HM, Jiang TX, Chia J. Adhesion molecules in skin development: Morphogenesis of feather and hair. The molecular and structural biology of hair. Annuals New York Academy of Science. 1991; 642: 263-280.

37. Oliver RF, Jahoda CAB. The dermal papilla and maintenance of hair growth. In Biology of wool and hair growth, Edited by G. E. Rogers, P. J. Reis, K. A. Ward & R. C. Marshall, Chapman and Hall, New York. 1989; 51-67.

38. Ferraris C, Cooklis M, Polakowska RR, Haake AR. Induction of apoptosis through the PKC pathway in cultured dermal papilla fibroblasts. Experimental Cell Research. 1997; 234(1): 37-46.

39. Ohyama M, Zheng Y, Paus R, Stenn KS. The mesenchymal component of hair follicle neogenesis: background, methods and molecular characterization. Experimental Dermatology. 2010; 19: 89-99.

40. Yang CC, Cotsarelis G. Review of hair follicle dermal cells. Journal of Dermatological Science. 2010; 57: 2-11.

41. Osada A, Iwabuchi T, Kishimoto J, Hamazaki TS, et al., Long-term culture of mouse vibrissal dermal papilla cells and de novo hair follicle induction. Tissue Engineering. 2007; 13: 975-982.

42. Kishimoto J, Burgeson RE, Morgan BA. Wnt signalling maintains the hair-inducing activity of the dermal papilla. Genes and Development. 2000; 14(10): 1181-1185