اثرمحافظتی ژل رویال و ویتامین C در برابر آسیب کلیوی ناشی از فنیل‌هیدرازین در موش: مطالعه بافت‌شناسی

نوع مقاله: علمی - پژوهشی

نویسندگان

دانشگاه ارومیه، دانشکده دامپزشکی، گروه علوم پایه، ارومیه، ایران

چکیده

هدف:. هدف مطالعه حاضر ارزیابی اثرات ژل­رویال و ویتامین C در برابر آسیب کلیوی ناشی از فنیل­هیدرازین در موش بود.
مواد و روش­ها: موش­های نر بالغ به‏صورت تصادفی به هشت گروه هشت­تایی تقسیم شدند. چهار گروه از موش­ها فنیل­هیدرازین را به‏میزان 60 میلی­گرم به ازای هر کیلوگرم وزن بدن به­صورت داخل­صفاقی هر 48 ساعت به­مدت 35 روز دریافت نمودند. به سه گروه از گروه­های فوق چهار ساعت قبل از تزریق فنیل­هیدرازین به‏ترتیب ویتامین C به‏میزان 250 میلی­گرم بر کیلوگرم به­صورت داخل­­صفاقی، ژل رویال به‏میزان 100 میلی­گرم بر کیلوگرم به­صورت خوراکی و نیز ژل رویال و ویتامین C به‏صورت هم‏زمان با دزهای مشابه تجویز شد. گروه شاهد دریافت­کننده حلال و گروه­هایی که تنها ویتامین C، ژل رویال و ویتامین C و ژل رویال را به‏صورت هم‏زمان دریافت می‏نمودند، نیز در نظر گرفته شد. 24 ساعت پس از آخرین تیمار، نمونه­های سرم و بافت کلیه جمع­آوری شدند و به‏ترتیب جهت ارزیابی‏های بیوشیمیایی و بافت­شناسی مورد استفاده قرار گرفتند. داده­های این مطالعه با استفاده از آزمون آماری آنالیز واریانس یک طرفه و تست تعقیبی دانکن مورد تجزیه و تحلیل قرار گرفت.
نتایج: فنیل هیدرازین به‏شکل معنی­داری موجب افزایش سطح سرمی مالون­دی­آلدئید و نیز کاهش ظرفیت آنتی اکسیدانت تام سرم شد (05/0p<). به‏علاوه، فنیل­هیدرازین افزایش معنی­داری (05/0p<) در قطر حفره میانی لوله­های پیچیده نزدیک و نیز کاهش معنی­داری (05/0p<) در ارتفاع سلول­های پوششی این لوله­ها ایجاد کرد. تجویز هم‏زمان ویتامین C و ژل رویال به‏طور قابل­توجه­ای تغییرات مشاهده شده در نتایج مذکور را بهبود بخشید.
نتیجه­گیری: به‏نظر می­رسد ژل­رویال و ویتامین C به‏واسطه مهار­ واکنش­های­ اکسیداتیو می‏تواند آسیب کلیوی ناشی از فنیل هیدرازین در موش را کاهش دهند.
 

تازه های تحقیق

-

کلیدواژه‌ها


مقدمه

هیدرازین­ها ترکیبات مایع بی­رنگی می­باشند که به‏شکل گسترده­ای در صنایع شیمیایی، دارویی، کشاورزی، آزمایشگاهی و دفاعی مورد استفاده قرار می­گیرند و به‏عنوان آلاینده­هایی محیطی که توسط سازمان بهداشت جهانی سرطان­زا شناخته شده‏‏اند، می­توانند مشکلاتی جدی را در زمینه سلامت عمومی موجب شوند (1). فنیل هیدرازین که به‏واسطه اثرات همولیتیک واجد کاربرد بالینی در درمان پلی­سیتمی نیز می­باشد، طیف وسیعی از عوارض جانبی نظیر کم­خونی همولیتیک، هیپوکسی، اختلالات عروقی، کبدی، کلیوی، تنفسی، دستگاه عصبی مرکزی و خود ایمن، بدخیمی­ها، ناهنجاری­های ژنتیکی و واکنش­های آماسی را سبب می­شود (5-1). اتو اکسیداسیون فنیل­هیدرازین منجر به تولید گونه­های فعال اکسیژن و رادیکال­های مشتق شده از فنیل­هیدرازین مانند رادیکال فنیل­هیدرازیل می‏شود (6). علاوه بر گونه­های فعال اکسیژن، متابولیت­های فنیل­هیدرازین نیز می­توانند با غشای سلولی وارد واکنش شوند و به‏واسطه پراکسیداسیون لیپیدی و اکسیداسیون پروتئینی موجبات تخریب گلبول­های قرمز و بروز کم­خونی همولیتیک را فراهم آورند (7). از سوی دیگر، افزایش فعالیت خون­سازی و جذب آهن متعاقب کم­خونی همولیتیک شدید ناشی از فنیل­هیدرازین موجب افزایش ذخیره آهن در بافت­ها می­‏شود که مقادیر بالای آهن بافتی نیز تولید گونه­های فعال اکسیژن را تشدید می­نماید و تغییرات پاتوفیزیولوژیک متعددی را رقم می­زند (10-8). در همین راستا، مطالعات تجربی متعددی نیز نقش کم­خونی همولیتیک و اختلالات عروقی ناشی از فنیل­هیدرازین را در شکل­گیری واکنش­های آماسی سیستمیک و تغییرات هیستوپاتولوژیک در اندام­های مختلف مانند کلیه مورد تایید قرار داده است (13-11).

امروزه پژوهش­های بی­شماری جهت ارزیابی کارآیی ترکیبات واجد ویژگی­های آنتی­اکسیدانت در برابر آسیب­های سلولی ناشی از عوامل اکسیدانت انجام می­پذیرد. عملکردهای اسید آسکوربیک یا ویتامین C به‏عنوان یک ویتامین محلول در آب عمدتا مربوط به‏واسطه مهار واکنش­های اکسیداسیون می­باشد (14). همچنین، مطالعات اپیدمیولوژیک فراوانی نشان داده است که رژیم­های غذایی غنی از ویتامین C به‏واسطه مهار آسیب­های اکسیداتیو، قادر به کاهش سمیت­های بافتی ترکیبات شیمیایی متعدد می‏باشند (15). ژل رویال نیز که محصول ترشحی غدد تحت حلقی و فکی زنبورهای کارگر و حاوی ترکیبات مهمی همچون اسیدهای آمینه، پروتئین­ها، قندها، اسیدهای چرب، مواد معدنی و ویتامین­ها می­باشد، واجد گستره وسیعی از کارکردهای دارویی مانند ویژگی­های آنتی­اکسیدانت، ضدآماسی، ضدمیکروبی، ضدآلرژی و ضدتوموری و اثرات حفاظتی بر روی دستگاه­های ایمنی، تولیدمثلی و عصبی می­باشد (18-16). علاوه بر این، بررسی­های صورت گرفته از کارآیی ویتامین C و ژل رویال در کاهش سمیت کلیوی سیسپلاتین به‏ترتیب در موش (19) و موش صحرایی (20) حکایت دارند.

بر این اساس، هدف مطالعه حاضر ارزیابی بافت­شناسی اثرات محافظتی احتمالی ژل­رویال و ویتامین C در برابر سمیت کلیوی ناشی از فنیل­هیدرازین در موش می­باشد.

مواد و روش­ها

به‏منظور انجام این مطالعه تجربی تصادفی­شده شاهد­دار، تعداد 64 سر موش نر بالغ نژاد NMRI با وزن 31/1±07/22 گرم از مرکز پرورش و نگه‏داری حیوانات آزمایشگاهی دانشکده دامپزشکی دانشگاه ارومیه تهیه شد. حیوانات پیش از آغاز مطالعه به‏مدت دو هفته به شرایط محیطی عادت داده شدند و در تمام طول مطالعه، در قفس­هایی از جنس پلی­کربنات در دمای 2±25 درجه سانتی­گراد و تحت چرخه روشنایی - تاریکی 12 ساعته با دسترسی آزاد به آب و غذای فشرده مخصوص حیوانات آزمایشگاهی نگه‏داری شدند. تمامی موارد اخلاقی مربوط به کار با حیوانات آزمایشگاهی در روند انجام این مطالعه بر اساس دستورالعمل­های مصوب کمیته اخلاق دانشکده صورت پذیرفت و حیوانات به صورت تصادفی به هشت گروه هشت­تایی به‏شرح ذیل تقسیم شدند:

حیوانات گروه شاهد روزانه 1/0 میلی­لیتر به­صورت داخل­صفاقی سرم فیزیولوژی دریافت می­نمودند. در گروه فنیل­هیدرازین، فنیل­هیدرازین (Sigma-Aldrich, USA) به‏میزان 60 میلی­گرم به ازای هر کیلوگرم وزن بدن به­صورت داخل­صفاقی هر 48 ساعت جهت القای کم­خونی همولیتیک به حیوانات تجویز شد (21). حیوانات گروه فنیل­هیدرازین + ویتامین C، علاوه بر فنیل­هیدرازین، ویتامین C (داروپخش، ایران) را نیز به‏میزان 250 میلی­گرم به‏ازای هر کیلوگرم وزن بدن به­صورت داخل صفاقی چهار ساعت قبل از تجویز فنیل هیدرازین دریافت می­کردند (22). در گروه فنیل­هیدرازین + ژل رویال، حیوانات علاوه بر فنیل­هیدرازین، ژل رویال را نیز به‏میزان 100 میلی­گرم به‏ازای هر کیلوگرم وزن بدن به­صورت خوراکی چهار ساعت قبل از تجویز فنیل­هیدرازین دریافت می­نمودند (23). در گروه فنیل­هیدرازین + ژل رویال + ویتامین C نیز ژل رویال و ویتامین C همراه با فنیل­هیدرازین با دزهای مشابه تجویز شد. در گروه ویتامین C، ویتامین C به‏میزان 250 میلی­گرم به ازای هر کیلوگرم وزن بدن به­صورت داخل­صفاقی به حیوانات تجویز شد. حیوانات گروه ژل رویال، ژل رویال را به‏میزان100 میلی­گرم به‏ازای هر کیلوگرم وزن بدن به‏صورت خوراکی دریافت می­کردند. در گروه ویتامین C + ژل رویال، موش­ها ویتامین C را به‏همراه ژل رویال به‏میزان مشابه گروه­های قبل بدون تجویز فنیل­هیدرازین دریافت می­نمودند.

این مطالعه 35 روز به طول انجامید و تمامی حیوانات موجود در هشت گروه ذکر شده 24 ساعت پس از آخرین تیمار، متعاقب بی‏هوشی با کتامین آسان­کشی شدند و متعاقب توزین موش­ها، نمونه­های خون توسط سرنگ­های استریل به­صورت مستقیم از قلب جمع آوری شد. جهت استحصال سرم، نمونه­ها در 3000 دور به مدت پنج دقیقه سانتریفیوژ شدند. پس از تشریح، کلیه­ها با رعایت اصول استریل جدا شد، سپس با استفاده از ترازوی با دقت 10 هزارم گرم (A & D Company, JAPAN) وزن و جهت ثبوت برای مدت 72 ساعت به محلول ثبوتی فرمالین 10 درصد منتقل شد.

نمونه­های بافتی کلیه پس از ثبوت، درون ظروف مخصوص قرار گرفتند و متعاقب طی مراحل پاساژ بافتی، با استفاده از پارافین مذاب قالب­گیری شدند. سپس، با استفاده از دستگاه میکروتوم (Microm GmbH, Germany) برش­هایی به ضخامت 7 میکرومتر از قالب­های پارافینی تهیه شد و در نهایت رنگ­آمیزی هماتوکسیلین - ائوزین جهت رنگ­آمیزی نمونه­ها مورد استفاده قرار گرفت. جهت مطالعه مورفومتریک قطر کلافه مویرگی، جسمک کلیوی، حفره میانی لوله پیچیده دور و نزدیک و قطر هسته­ سلول­های پوششی لوله پیچیده دور و نزدیک و همچنین ارتفاع سلول­های پوششی لوله پیچیده دور و نزدیک و فضای ادراری میکروسکوپ دیجیتال Dino-Lite (Dino-Lite Digital Microscope, AnMo Electronics Corporation, Taiwan) مورد استفاده قرار گرفت.

ظرفیت آنتی­اکسیدانت تام (Total Antioxidant Capacity (TAC)) سرم، با استفاده از روش  (Ferric Reducing Antioxidant Power (FRAP)) مورد اندازه­گیری قرار گرفت. در این روش در pH اسیدی ایجاد شده توسط بافر استات، رنگ آبی تولید­شده به‏واسطه احیای یون­های فریک (Fe+3) کمپلکس  Fe +3-TPTZ و تبدیل آن­ها به یون‏های فرو (Fe+2)، در طول موج 593 نانومتر و به‏صورت اسپکتروفتومتریک  (Biochrom, UK) مورد سنجش قرار گرفت (24).

به‏منظور تعیین میزان پراکسیداسیون لیپیدی، سطح تولید مالون­دی­آلدئید(Malondialdehyde (MDA))  به‏عنوان شاخص ارزیابی این فرآیند در نمونه­های سرمی بر اساس واکنش با اسید تیوباربیتوریک و تولید محصولی رنگی با حداکثر جذب نوری در 532 نانومتر مورد ارزیابی قرار گرفت و بر اساس منحنی کالیبراسیون استاندارد MDA محاسبه و به‏صورت نانومول در هر میلی­گرم پروتئین بیان شد (25).

نتایج این مطالعه با استفاده از بسته نرم­افزاری SPSS نسخه 19 مورد ارزیابی آماری قرار گرفت. جهت مقایسه بین گروه­ها آنالیز واریانس یک‏طرفه و به‏دنبال آن تست تعقیبی دانکن مورد استفاده قرار گرفت. مقدار 05/0>p برای تعیین سطح معنی­داری بین گروه­ها در نظر گرفته شد.

نتایج

وزن بدن و کلیه

مقایسه میانگین وزن حیوانات در پایان مطالعه و نیز اختلاف وزن اولیه و نهایی حیوانات نشان داد که گروه فنیل­هیدرازین کاهش معنی­داری را نسبت به گروه شاهد نشان می­دهد (05/0>p). استفاده از ویتامین C و ژل رویال به‏تنهایی و با هم به‏همراه فنیل­هیدرازین موجب افزایش معنی­دار وزن حیوانات و نیز اختلاف وزن اولیه و نهایی حیوانات نسبت به گروه فنیل‏هیدرازین شد (05/0>p). مقایسه میانگین وزن کلیه در گروه­های مختلف نشان داد که افزایش مشاهده شده در گروه فنیل­هیدرازین نسبت به گروه شاهد معنی­داری نمی­باشد. کاهش ناشی از تجویز ویتامین C و ژل رویال به‏تنهایی و با هم به‏همراه فنیل­هیدرازین در وزن کلیه نیز در مقایسه با گروه فنیل­هیدرازین معنی­دار نبود (جدول 1).

 

جدول 1: مقایسه میانگین وزن بدن و کلیه در گروه­های مختلف آزمایشی

گروه­ها

 

وزن اولیه بدن  (گرم)

وزن نهایی بدن (گرم)

اختلاف وزن اولیه و نهایی (گرم)

وزن کلیه (گرم)

شاهد

43/0±58/21

 

41/0±58/34

 

45/0±08/13

 

01/0±1404/0

 

فنیل­هیدرازین

61/0±08/22

 

62/0±91/27

a

87/0±91/5

a

01/0±1545/0

 

فنیل­هیدرازین + ویتامین C

41/0±28/22

 

40/0±75/31

ab

55/0±06/9

ab

01/0±1515/0

 

فنیل­هیدرازین + ژل رویال

70/0±91/21

 

46/0±15/33

b

69/0±33/11

ab

01/0±1517/0

 

فنیل­هیدرازین +

ویتامین C + ژل رویال

61/0±25/22

 

48/0±25/33

b

50/0±91/10

ab

01/0±1505/0

 

ویتامین C

49/0±08/22

 

44/0±66/34

b

87/0±58/12

b

01/0±1439/0

 

ژل رویال

61/0±25/22

 

42/0±75/36

b

51/0±66/14

b

01/0±1391/0

 

ویتامین C + ژل رویال

62/0±33/22

 

23/0±91/35

b

56/0±58/13

b

01/0±1396/0

 

داده­ها بر اساس میانگین± انحراف معیار بیان شده­اند.

a:اختلاف معنی­دار در مقایسه با گروه شاهد(05/0>p)

b:اختلاف معنی­دار در مقایسه با گروه فنیل­هیدرازین(05/0>p)

 

مطالعات بافت­شناسی

بررسی نتایج مطالعات هیستومورفومتریک بافت کلیه مشخص نمود که علی­رغم کاهش قطر جسمک­های کلیوی (نمودار 1)، کلافه­های مویرگی (نمودار 2) و هسته­های­ سلول­های پوششی لوله پیچیده دور (نمودار 3) و نزدیک (نمودار 4) و همچنین کاهش ارتفاع سلول­های بافت پوششی لوله پیچیده دور (نمودار 5) و فضای ادراری (نمودار 6) به‏دنبال تجویز فنیل­هیدرازین در مقایسه با گروه شاهد، این اختلاف از نظر آماری معنی­داری نبود. همچنین، افزایش قطر حفره میانی لوله پیچیده دور (نمودار 7) نیز متعاقب تجویز فنیل­هیدرازین در مقایسه با گروه شاهد معنی­دار نبود. با این وجود، فنیل­هیدرازین افزایش معنی­داری در قطر حفره میانی لوله­های پیچیده نزدیک (نمودار 8) و نیز کاهش معنی­داری در ارتفاع سلول­های پوششی این لوله­ها (نمودار 9) ایجاد کرد (05/0>p). تجویز ویتامین C و ژل رویال به‏تنهایی و توام به‏همراه فنیل­هیدرازین، تنها دو یافته فوق را به شکل معنی­داری (05/0>p) به‏سمت مقادیر مشاهده شده در گروه شاهد سوق داد (نمودارهای 8 و 9).

 

 

نمودار 1: میانگین قطر جسمک­های کلیوی در گروه­های مختلف آزمایشی

PHZ: فنیل­هیدرازین، Vit C : ویتامین C،RJ : ژل رویال،Control : شاهد

داده­ها بر اساس میانگین ± انحراف معیار بیان شده­اند. a: اختلاف معنی­دار در مقایسه با گروه شاهد (05/0>p)، b: اختلاف معنی­دار در مقایسه با گروه فنیل­هیدرازین (05/0>p)

 

نمودار 2: میانگین قطر کلافه­های مویرگی در گروه­های مختلف آزمایشی

PHZ: فنیل­هیدرازین، Vit C : ویتامین C،RJ : ژل رویال، Control : شاهد

داده­ها بر اساس میانگین ± انحراف معیار بیان شده­اند. a: اختلاف معنی­دار در مقایسه با گروه شاهد (05/0>p)، b: اختلاف معنی­دار در مقایسه با گروه فنیل­هیدرازین (05/0> p)

 

نمودار 3: میانگین قطر هسته­های سلول­های پوششی لوله پیچیده دور در گروه­های مختلف آزمایشی

PHZ: فنیل­هیدرازین، Vit C : ویتامین C،RJ : ژل رویال، Control : شاهد

داده­ها بر اساس میانگین ± انحراف معیار بیان شده­اند. a: اختلاف معنی­دار در مقایسه با گروه شاهد (05/0>p)، b: اختلاف معنی­دار در مقایسه با گروه فنیل­هیدرازین (05/0>p)

 

نمودار 4: میانگین قطر هسته­های سلول­های پوششی لوله پیچیده دور در گروه­های مختلف آزمایشی

PHZ: فنیل­هیدرازین، Vit C : ویتامین C،RJ : ژل رویال، Conrtol : شاهد

داده­ها بر اساس میانگین ± انحراف معیار بیان شده­اند. a: اختلاف معنی­دار در مقایسه با گروه شاهد (05/0>p)، b: اختلاف معنی­دار در مقایسه با گروه فنیل­هیدرازین (05/0>p)

 

نمودار 5: میانگین ارتفاع سلول­های پوششی لوله پیچیده دور در گروه­های مختلف آزمایشی

PHZ: فنیل­هیدرازین، Vit C : ویتامین C،RJ : ژل رویال، Control : شاهد

داده­ها بر اساس میانگین ± انحراف معیار بیان شده­اند. a: اختلاف معنی­دار در مقایسه با گروه شاهد (05/0>p)، b: اختلاف معنی­دار در مقایسه با گروه فنیل­هیدرازین (05/0> p)

 

نمودار 6: میانگین فضای ادراری در گروه­های مختلف آزمایشی

PHZ: فنیل­هیدرازین، Vit C : ویتامین C،RJ : ژل رویال، Control : شاهد

داده­ها بر اساس میانگین ± انحراف معیار بیان شده­اند. a: اختلاف معنی­دار در مقایسه با گروه شاهد (05/0>p)، b: اختلاف معنی­دار در مقایسه با گروه فنیل­هیدرازین (05/0>p)

 

نمودار 7: میانگین قطر حفره میانی لوله­های پیچیده دور در گروه­های مختلف آزمایشی

PHZ: فنیل­هیدرازین، Vit C : ویتامین C،RJ : ژل رویال، Control : شاهد

داده­ها بر اساس میانگین ± انحراف معیار بیان شده­اند. a: اختلاف معنی­دار در مقایسه با گروه شاهد (05/0>p)، b: اختلاف معنی­دار در مقایسه با گروه فنیل­هیدرازین (05/0>p)

 

نمودار 8: میانگین قطر حفره میانی لوله­های پیچیده نزدیک در گروه­های مختلف آزمایشی

PHZ: فنیل­هیدرازین، Vit C : ویتامین C،RJ : ژل رویال، Control : شاهد

داده­ها بر اساس میانگین ± انحراف معیار بیان شده­اند. a: اختلاف معنی­دار در مقایسه با گروه شاهد (05/0>p)، b: اختلاف معنی­دار در مقایسه با گروه فنیل­هیدرازین (05/0>p)

 

نمودار 9: میانگین ارتفاع سلول­های پوششی لوله پیچیده نزدیک در گروه­های مختلف آزمایشی

PHZ: فنیل­هیدرازین، Vit C : ویتامین C،RJ : ژل رویال، Control : شاهد

داده­ها بر اساس میانگین ± انحراف معیار بیان شده­اند. a: اختلاف معنی­دار در مقایسه با گروه شاهد (05/0>p)، b: اختلاف معنی­دار در مقایسه با گروه فنیل­هیدرازین (05/0> p)

 

ارزیابی­های بیوشیمیایی

بررسی­های بیوشیمیایی سرمی صورت گرفته در گروه­های مختلف آزمایشی آشکار ساخت که متعاقب تجویز فنیل­هیدرازین، میزان MDA، افزایش (نمودار 10) و میزان TAC، کاهش معنی‏داری (نمودار 11) را در مقایسه با گروه شاهد نشان می­دهد (05/0>p). تجویز ویتامین C و ژل رویال به‏تنهایی و توام به‏همراه فنیل­هیدرازین، موجب کاهش معنی­داری در میزان MDA (نمودار 10) و در عین حال افزایش معنی­داری در میزان TAC (نمودار 11) در مقایسه با گروه فنیل­هیدرازین شد (05/0>p).

 

 

 نمودار 10: میانگین میزان مالون­دی­آلدئید در سرم گروه­های مختلف آزمایشی

PHZ: فنیل­هیدرازین، Vit C : ویتامین C،RJ : ژل رویال، Control : شاهد

MDA: مالون­دی­آلدئید، nmol/mg of  protein : نانومول بر میلی­گرم پروتئین

داده­ها بر اساس میانگین ± انحراف معیار بیان شده­اند. a: اختلاف معنی­دار در مقایسه با گروه شاهد (05/0>p)، b: اختلاف معنی­دار در مقایسه با گروه فنیل­هیدرازین (05/0> p)

 

نمودار 11: میانگین میزان ظرفیت آنتی­اکسیدانت تام سرم در گروه­­های مختلف آزمایشی

PHZ: فنیل­هیدرازین، Vit C : ویتامین C،RJ : ژل رویال، Control : شاهد

TAC: ظرفیت آنتی­اکسیدانت تام، Absorbance 593 nm : طول موج جذبی 593 نانومتر

داده­ها بر اساس میانگین ± انحراف معیار بیان شده­اند. a: اختلاف معنی­دار در مقایسه با گروه شاهد (05/0>p)، b: اختلاف معنی­دار در مقایسه با گروه فنیل­هیدرازین (05/0> p)

 

بحث

جایگاه منحصر به‏فرد کلیه به‏عنوان اندامی مهم جهت تصفیه و دفع ترکیبات زنوبیوتیک نظیر داروها و نیز تنظیم تعادل آب و الکترولیت­ها، ارزیابی­های بافت­شناسی را به‏عنوان شاخصی جهت رصد سلامت این اندام مورد توجه قرار داده است (26). پیشتر نشان داده شده است که فنیل­هیدرازین به‏واسطه ایجاد همولیز شدید، موجبات آزاد شدن مقادیر زیادی هموگلوبین را فراهم می­آورد. هموگلوبین آزاد پلاسما و محصولات کاتابولیک آن مانند آهن که کاتالیزورهای بالقوه­ای برای آسیب­های ناشی از رادیکال­های آزاد محسوب می‏شوند به‏همراه متابولیت­های اکسیدانت فنیل­هیدرازین موجب بروز آسیب­های اکسیداتیو در بافت کلیه می­‏شوند (27). با توجه به نتایج مطالعه حاضر که هم­راستا با نتایج پژوهش­های متعدد در این زمینه نیز می­باشند (27)، چنین به‏نظر می­رسد که شکل­گیری پراکسیداسیون لیپیدی و نیز تضعیف دستگاه دفاع آنتی اکسیدانت بدن متعاقب تجویز فنیل­هیدرازین، مکانیسم­های اصلی دخیل در سمیت کلیوی این ترکیب محسوب می‏شوند.

به‏خوبی نشان داده شده است که کاهش توانایی کلیه در حفظ آب بدن و نیز افزایش دفع ادرار به‏دنبال اختلال در خون­رسانی کلیه، موجب کاهش وزن بدن می‏شود که این امر با نتایج مطالعه حاضر نیز هم­خوانی دارد و می­تواند موید نقش کم­خونی ناشی از فنیل­هیدرازین در بروز نقایص عملکردی کلیه باشد (28). از سوی دیگر، افزایش هر چند نامحسوس وزن کلیه در موش­های دریافت کننده فنیل­هیدرازین می­تواند در ارتباط با احتباس آب و مواد مغذی در بافت کلیه متعاقب اختلال در فعالیت طبیعی این اندام باشد (29).

از سوی دیگر، گزارش‏ها متعددی بر نقش همولیز داخل­ عروقی ناشی از تنش­های اکسیداتیو در بروز آسیب­های سلولی و تغییرات ساختاری در بافت کلیه حیوانات تیمار شده با فنیل­هیدرازین صحه می­گذارند (12، 27). همچنین، افزایش تولید رادیکال­های آزاد به‏عنوان یکی از علل اصلی دژنراسیون توبولی کلیه به­ویژه در لوله­های پیچیده نزدیک برشمرده می­شود (30). علاوه بر این، اختلال در متابولیسم آهن و افزایش رسوب آن در بافت کلیه، به‏واسطه پی­ریزی پراکسیداسیون لیپیدی و نیز آسیب DNA، زمینه آسیب لوله­های پیچیده نزدیک کلیه را فراهم می­آورد (31). از این روی، بر اساس نتایج ارزیابی­های بافت‏شناسی مطالعه حاضر، به‏نظر می­رسد که شکل­گیری تنش اکسیداتیو و نیز افزایش سطوح آهن آزاد در خون و بافت­ها متعاقب تجویز فنیل­هیدرازین، موجبات آسیب سلول­های پوششی لوله­های پیچیده نزدیک کلیه و نیز اتساع حفره میانی این لوله­ها را به‏واسطه افزایش فشار هیدروستاتیک داخل حفره میانی ناشی از انسداد داخل توبولی فراهم می­آورند (32).

تجویز ویتامین C و ژل رویال به‏تنهایی و با هم به‏همراه فنیل­هیدرازین در این مطالعه، موجب کاهش قابل­ ملاحظه جراحات کلیوی در موش­های تیمار شده با فنیل­هیدرازین شد. نتایج حاصل از تحقیقات پیشین در این زمینه نیز کارایی ترکیبات واجد ویژگی­های آنتی­اکسیدانت را در کاهش آسیب­های کلیوی ناشی از فنیل­هیدرازین مورد تایید قرار داده است (27، 33). به‏نظر می­رسد ویتامین C و ژل رویال به سبب دارا بودن عملکردهای آنتی­اکسیدانت و ضدآماسی، به‏واسطه مهار واکنش­های آماسی و پراکسیداسیون لیپیدی و نیز تقویت فعالیت دستگاه دفاع آنتی­اکسیدانت بدن می­توانند موجب بهبود نسبی آسیب­های اکسیداتیو ناشی از فنیل­هیدرازین در کلیه موش شوند (37-34). همچنان­که مطالعات صورت پذیرفته در گذشته نیز نشان داده­اند که ویتامین C در برابر سمیت کلیوی و آپوپتوز سلول­های پوششی لوله­های پیچیده نزدیک کلیه ناشی از کولیستین (38) و نیز آسیب­های کلیوی ناشی از سیس‏پلاتین در موش­های صحرایی واجد اثرات محافظتی می­باشد (39) و ژل رویال قادر است جراحات اکسیداتیو و آسیب­های بافتی ناشی از سیسپلاتین در کلیه موش­ها (40) و موش­های صحرایی (20) را کاهش دهد.

نتیجه­گیری

با توجه به نتایج مطالعه حاضر چنین بر ­می­آید که فنیل‏هیدرازین به‏واسطه افزایش تولید رادیکال­های آزاد، پی­ریزی تنش­های اکسیداتیو، اختلال در متابولیسم آهن و نیز تضعیف دستگاه دفاع آنتی­اکسیدانت بدن، موجبات آسیب‏های سلولی و تغییرات ساختاری کلیه موش را فراهم می­آورد. در حالی‏که ویتامین C و ژل رویال به موجب قابلیت­های آنتی­اکسیدانت و ضد­­التهابی، عوارض بافتی ناشی از تجویز فنیل­هیدرازین در کلیه موش را کاهش می‏دهند. با این وجود، تایید کارایی درمانی ویتامین C و ژل رویال در موارد بالینی کم­خونی و مسمومیت­های ناشی از فنیل­هیدرازین نیازمند طرح­ریزی مطالعات تجربی گسترده­تر و نیز کارآزمایی های بالینی می‏باشد.

تشکر و قدردانی

نویسندگان مقاله بر خود لازم می­دانند مراتب تشکر و قدردانی خود را از دانشگاه ارومیه به سبب حمایت­های مالی از طرحی که این مطالعه در راستای آن انجام پذیرفت (پایان نامه کارشناسی ارشد، شماره 117-2د)، اعلام دارند.

منابع

1. Choudhary G, Hansen H. Human health perspective on environmental exposure to hydrazines: a review. Chemosphere. 1998; 37(5): 801-43.

2. Berger J. Phenylhydrazine haematotoxicity. J Appl Biomed. 2007; 5: 125-30.

3. Pesquero J, Alfaro V, Palacios L. Acid-base analysis during experimental anemia in rats. Can J Physiol Pharmacol 2000; 78(10): 774-80.

4. Luangaram S, Kukongviriyapan U, Pakdeechote P, Kukongviriyapan V, et al. Protective effects of quercetin against phenylhydrazine-induced vascular dysfunction and oxidative stress in rats. Food Chem Toxicol 2007; 45(3): 448-55.

5. Shukla P, Yadav NK, Singh P, Bansode FW, et al. Phenylhydrazine induced toxicity: a review on its haematotoxicity. Int J Basic Appl Med Sci 2012; 2(2): 86-91.

6. Misra HP, Fridovich I. The oxidation of phenylhydrazine: superoxide and mechanism. Biochemistry 1976; 15(3): 681-7.

7. Chakrabarti S, Sonaye B, Naik AA, Nadkarni PP. Erythrocyte membrane protein damage by oxidation products of phenylhydrazine. Biochem Mol Biol Int 1995; 35(2): 255-63.

8. Itano HA, Hirota K, Hosokawa K. Mechanism of induction of haemolytic anaemia by phenylhydrazine. Nature 1975; 256(5519):665-7.

9. Latunde-Dada GO, Vulpe CD, Anderson GJ, Simpson RJ, et al. Tissue-specific changes in iron metabolism genes in mice following phenylhydrazine-induced haemolysis. Biochim Biophys Acta 2004; 1690(2): 169-76.

10. Hershko CM, Link GM, Konijn AM, Cabantchik ZI. Iron chelation therapy. Curr Hematol Rep 2005; 4(2): 110-6.

11. Swann JW, Contrera JF. Depletion of cardiac norepinephrine during two forms of hemolytic anemia in the rat. Circ Res 1976; 38(3): 179-84.

12. Sato H, Sakairi T, Fujimura H, Sugimoto J, et al. Hematological and morphological investigation of thrombogenic mechanisms in the lungs of phenylhydrazine-treated rats. Exp Toxicol Pathol 2013; 65(4): 457-62.

13. Sato H, Terasaki N, Sakairi T, Tanaka M, et al. Gene expression profiling in the lungs of phenylhydrazine-treated rats: the contribution of pro-inflammatory response and endothelial dysfunction to acute thrombosis. Exp Toxicol Pathol 2015; 67(2): 205-10.

14. Hipólito UV, Callera GE, Simplicio JA, De Martinis BS, et al. Vitamin C prevents the endothelial dysfunction induced by acute ethanol intake. Life Sci 2015; 141: 99-107.

15. Jin X, Su R, Li R, Song L, et al. Amelioration of particulate matter-induced oxidative damage by vitamin c and quercetin in human bronchial epithelial cells. Chemosphere 2016; 144: 459-66.

16. Najafi G, Nejati V, Jalali AS, Zahmatkesh E. Protective role of royal jelly in oxymetholone-induced oxidative injury in mouse testis. Iran J Toxicol 2014; 8(25): 1073-80.

17. Ahmed WM, Khalaf AA, Moselhy WA, Safwat GM. Royal jelly attenuates azathioprine induced toxicity in rats. Environ Toxicol Pharmacol 2014; 37(1): 431-7.

18. Mohamed AA, Galal AA, Elewa YH. Comparative protective effects of royal jelly and cod liver oil against neurotoxic impact of tartrazine on male rat pups brain. Acta Histochem. 2015; 117(7): 649-58.

19. Chen MF, Yang CM, Su CM, Hu ML. Vitamin C protects against cisplatin-induced nephrotoxicity and damage without reducing its effectiveness in C57BL/6 mice xenografted with Lewis lung carcinoma. Nutr Cancer 2014; 66(7): 1085-91.

20. Silici S, Ekmekcioglu O, Kanbur M, Deniz K. The protective effect of royal jelly against cisplatin-induced renal oxidative stress in rats. World J Urol 2011; 29(1): 127-32.

21. Gorustovich AA, Steimetz T, Giglio MJ, Guglielmotti MB. A histomorphometric study of alveolar bone modeling and remodeling under experimental anaemia and polycythaemia in rats. Arch Oral Biol 2006; 51(3): 246-51.

22. Yu F, Wang Z, Ju B, Wang Y, et al. Apoptotic effect of organophosphorus insecticide chlorpyrifos on mouse retina in vivo via oxidative stress and protection of combination of vitamins C and E. Exp Toxicol Pathol 2008; 59(6): 415-23.

23. Shalizar Jalali A, Najafi G, Hosseinchi M, Sedighnia A. Royal jelly alleviates sperm toxicity and improves in vitro fertilization outcome in Stanozolol-treated mice. Iran J Reprod Med 2015; 13(1): 15-22.

24. Jalali AS, Hasanzadeh S, Malekinejad H. Achillea millefolium inflorescence aqueous extract ameliorates cyclophosphamide-induced toxicity in rat testis: stereological evidences. Chin J Nat Med 2012; 10(4): 247-54.

25. Najafi G, Farokhi F, Jalali AS, Akbarizadeh Z. Protection against cyclosporine-induced reprotoxicity by Satureja khuzestanica essential oil in male rats. Int J Fertil Steril 2016; 9(4): 548-57.

26. Noori A, Amjad L, Yazdani F. The effects of Artemisia deserti ethanolic extract on pathology and function of rat kidney. Avicenna J Phytomed 2014; 4(6): 371-6.

27. Lim YK, Jenner A, Ali AB, Wang Y, et al. Haptoglobin reduces renal oxidative DNA and tissue damage during phenylhydrazine-induced hemolysis. Kidney Int 2000; 58(3): 1033-44.

28. Vafapour M, Nematbakhsh M, Monajemi R, Mazaheri S, et al. Effect of γ-aminobutyric acid on kidney injury induced by renal ischemia-reperfusion in male and female rats: gender-related difference. Adv Biomed Res. 2015; 4: 158.

29. Bonventre JV, Weinberg JM. Recent advances in the pathophysiology of ischemic acute renal failure. J Am Soc Nephrol 2003; 14(8): 2199-210.

30. Veljković M, Pavlović DR, Stojiljković N, Ilić S, et al. Morphological and morphometric study of protective effect of green tea in gentamicin-induced nephrotoxicity in rats. Life Sci 2016; 147: 85-91.

31. Siddiqi A, Hasan SK, Nafees S, Rashid S, et al. Chemopreventive efficacy of hesperidin against chemically induced nephrotoxicity and renal carcinogenesis via amelioration of oxidative stress and modulation of multiple molecular pathways. Exp Mol Pathol 2015; 99(3): 641-53.

32. Gotoh N, Yan Q, Du Z, Biemesderfer D, et al. Altered renal proximal tubular endocytosis and histology in mice lacking myosin-VI. Cytoskeleton (Hoboken) 2010; 67(3): 178-92.

33. Ozcan A, Atakisi E, Karapehlivan M, Atakisi O, et al. Effect of L-carnitine on oxidative damage to liver, kidney and spleen induced by phenylhydrazine in mice. J Appl Anim Res 2007; 32(1): 97–100.

34. Akbari A, Jelodar G, Nazifi S. Vitamin C protects rat cerebellum and encephalon from oxidative stress following exposure to radiofrequency wave generated by a BTS antenna model. Toxicol Mech Methods 2014; 24(5): 347-52.

35. Rizzo MR, Abbatecola AM, Barbieri M, Vietri MT, et al. Evidence for anti-inflammatory effects of combined administration of vitamin E and C in older persons with impaired fasting glucose: impact on insulin action. J Am Coll Nutr 2008; 27(4): 505-11.

36. Guo H, Ekusa A, Iwai K, Yonekura M, et al. Royal jelly peptides inhibit lipid peroxidation in vitro and in vivo. J Nutr Sci Vitaminol (Tokyo) 2008; 54(3): 191-5.

37. Kohno K, Okamoto I, Sano O, Arai N, et al. Royal jelly inhibits the production of proinflammatory cytokines by activated macrophages. Biosci Biotechnol Biochem 2004; 68(1): 138-45.

38. Yousef JM, Chen G, Hill PA, Nation RL,et al. Ascorbic acid protects against the nephrotoxicity and apoptosis caused by colistin and affects its pharmacokinetics. J Antimicrob Chemother 2012; 67(2): 452-9.

39. Antunes LM, Darin JD, Bianchi MD. Protective effects of vitamin c against cisplatin-induced nephrotoxicity and lipid peroxidation in adult rats: a dose-dependent study. Pharmacol Res 2000; 41(4): 405-11.

40. Yapar K, Cavuşoğlu K, Oruç E, Yalçin E. Protective effect of royal jelly and green tea extracts effect against cisplatin-induced nephrotoxicity in mice: a comparative study. J Med Food 2009; 12(5): 1136-42.

Choudhary G, Hansen H. Human health perspective on environmental exposure to hydrazines: a review. Chemosphere. 1998; 37(5): 801-43.

2. Berger J. Phenylhydrazine haematotoxicity. J Appl Biomed. 2007; 5: 125-30.

3. Pesquero J, Alfaro V, Palacios L. Acid-base analysis during experimental anemia in rats. Can J Physiol Pharmacol 2000; 78(10): 774-80.

4. Luangaram S, Kukongviriyapan U, Pakdeechote P, Kukongviriyapan V, et al. Protective effects of quercetin against phenylhydrazine-induced vascular dysfunction and oxidative stress in rats. Food Chem Toxicol 2007; 45(3): 448-55.

5. Shukla P, Yadav NK, Singh P, Bansode FW, et al. Phenylhydrazine induced toxicity: a review on its haematotoxicity. Int J Basic Appl Med Sci 2012; 2(2): 86-91.

6. Misra HP, Fridovich I. The oxidation of phenylhydrazine: superoxide and mechanism. Biochemistry 1976; 15(3): 681-7.

7. Chakrabarti S, Sonaye B, Naik AA, Nadkarni PP. Erythrocyte membrane protein damage by oxidation products of phenylhydrazine. Biochem Mol Biol Int 1995; 35(2): 255-63.

8. Itano HA, Hirota K, Hosokawa K. Mechanism of induction of haemolytic anaemia by phenylhydrazine. Nature 1975; 256(5519):665-7.

9. Latunde-Dada GO, Vulpe CD, Anderson GJ, Simpson RJ, et al. Tissue-specific changes in iron metabolism genes in mice following phenylhydrazine-induced haemolysis. Biochim Biophys Acta 2004; 1690(2): 169-76.

10. Hershko CM, Link GM, Konijn AM, Cabantchik ZI. Iron chelation therapy. Curr Hematol Rep 2005; 4(2): 110-6.

11. Swann JW, Contrera JF. Depletion of cardiac norepinephrine during two forms of hemolytic anemia in the rat. Circ Res 1976; 38(3): 179-84.

12. Sato H, Sakairi T, Fujimura H, Sugimoto J, et al. Hematological and morphological investigation of thrombogenic mechanisms in the lungs of phenylhydrazine-treated rats. Exp Toxicol Pathol 2013; 65(4): 457-62.

13. Sato H, Terasaki N, Sakairi T, Tanaka M, et al. Gene expression profiling in the lungs of phenylhydrazine-treated rats: the contribution of pro-inflammatory response and endothelial dysfunction to acute thrombosis. Exp Toxicol Pathol 2015; 67(2): 205-10.

14. Hipólito UV, Callera GE, Simplicio JA, De Martinis BS, et al. Vitamin C prevents the endothelial dysfunction induced by acute ethanol intake. Life Sci 2015; 141: 99-107.

15. Jin X, Su R, Li R, Song L, et al. Amelioration of particulate matter-induced oxidative damage by vitamin c and quercetin in human bronchial epithelial cells. Chemosphere 2016; 144: 459-66.

16. Najafi G, Nejati V, Jalali AS, Zahmatkesh E. Protective role of royal jelly in oxymetholone-induced oxidative injury in mouse testis. Iran J Toxicol 2014; 8(25): 1073-80.

17. Ahmed WM, Khalaf AA, Moselhy WA, Safwat GM. Royal jelly attenuates azathioprine induced toxicity in rats. Environ Toxicol Pharmacol 2014; 37(1): 431-7.

18. Mohamed AA, Galal AA, Elewa YH. Comparative protective effects of royal jelly and cod liver oil against neurotoxic impact of tartrazine on male rat pups brain. Acta Histochem. 2015; 117(7): 649-58.

19. Chen MF, Yang CM, Su CM, Hu ML. Vitamin C protects against cisplatin-induced nephrotoxicity and damage without reducing its effectiveness in C57BL/6 mice xenografted with Lewis lung carcinoma. Nutr Cancer 2014; 66(7): 1085-91.

20. Silici S, Ekmekcioglu O, Kanbur M, Deniz K. The protective effect of royal jelly against cisplatin-induced renal oxidative stress in rats. World J Urol 2011; 29(1): 127-32.

21. Gorustovich AA, Steimetz T, Giglio MJ, Guglielmotti MB. A histomorphometric study of alveolar bone modeling and remodeling under experimental anaemia and polycythaemia in rats. Arch Oral Biol 2006; 51(3): 246-51.

22. Yu F, Wang Z, Ju B, Wang Y, et al. Apoptotic effect of organophosphorus insecticide chlorpyrifos on mouse retina in vivo via oxidative stress and protection of combination of vitamins C and E. Exp Toxicol Pathol 2008; 59(6): 415-23.

23. Shalizar Jalali A, Najafi G, Hosseinchi M, Sedighnia A. Royal jelly alleviates sperm toxicity and improves in vitro fertilization outcome in Stanozolol-treated mice. Iran J Reprod Med 2015; 13(1): 15-22.

24. Jalali AS, Hasanzadeh S, Malekinejad H. Achillea millefolium inflorescence aqueous extract ameliorates cyclophosphamide-induced toxicity in rat testis: stereological evidences. Chin J Nat Med 2012; 10(4): 247-54.

25. Najafi G, Farokhi F, Jalali AS, Akbarizadeh Z. Protection against cyclosporine-induced reprotoxicity by Satureja khuzestanica essential oil in male rats. Int J Fertil Steril 2016; 9(4): 548-57.

26. Noori A, Amjad L, Yazdani F. The effects of Artemisia deserti ethanolic extract on pathology and function of rat kidney. Avicenna J Phytomed 2014; 4(6): 371-6.

27. Lim YK, Jenner A, Ali AB, Wang Y, et al. Haptoglobin reduces renal oxidative DNA and tissue damage during phenylhydrazine-induced hemolysis. Kidney Int 2000; 58(3): 1033-44.

28. Vafapour M, Nematbakhsh M, Monajemi R, Mazaheri S, et al. Effect of γ-aminobutyric acid on kidney injury induced by renal ischemia-reperfusion in male and female rats: gender-related difference. Adv Biomed Res. 2015; 4: 158.

29. Bonventre JV, Weinberg JM. Recent advances in the pathophysiology of ischemic acute renal failure. J Am Soc Nephrol 2003; 14(8): 2199-210.

30. Veljković M, Pavlović DR, Stojiljković N, Ilić S, et al. Morphological and morphometric study of protective effect of green tea in gentamicin-induced nephrotoxicity in rats. Life Sci 2016; 147: 85-91.

31. Siddiqi A, Hasan SK, Nafees S, Rashid S, et al. Chemopreventive efficacy of hesperidin against chemically induced nephrotoxicity and renal carcinogenesis via amelioration of oxidative stress and modulation of multiple molecular pathways. Exp Mol Pathol 2015; 99(3): 641-53.

32. Gotoh N, Yan Q, Du Z, Biemesderfer D, et al. Altered renal proximal tubular endocytosis and histology in mice lacking myosin-VI. Cytoskeleton (Hoboken) 2010; 67(3): 178-92.

33. Ozcan A, Atakisi E, Karapehlivan M, Atakisi O, et al. Effect of L-carnitine on oxidative damage to liver, kidney and spleen induced by phenylhydrazine in mice. J Appl Anim Res 2007; 32(1): 97–100.

34. Akbari A, Jelodar G, Nazifi S. Vitamin C protects rat cerebellum and encephalon from oxidative stress following exposure to radiofrequency wave generated by a BTS antenna model. Toxicol Mech Methods 2014; 24(5): 347-52.

35. Rizzo MR, Abbatecola AM, Barbieri M, Vietri MT, et al. Evidence for anti-inflammatory effects of combined administration of vitamin E and C in older persons with impaired fasting glucose: impact on insulin action. J Am Coll Nutr 2008; 27(4): 505-11.

36. Guo H, Ekusa A, Iwai K, Yonekura M, et al. Royal jelly peptides inhibit lipid peroxidation in vitro and in vivo. J Nutr Sci Vitaminol (Tokyo) 2008; 54(3): 191-5.

37. Kohno K, Okamoto I, Sano O, Arai N, et al. Royal jelly inhibits the production of proinflammatory cytokines by activated macrophages. Biosci Biotechnol Biochem 2004; 68(1): 138-45.

38. Yousef JM, Chen G, Hill PA, Nation RL,et al. Ascorbic acid protects against the nephrotoxicity and apoptosis caused by colistin and affects its pharmacokinetics. J Antimicrob Chemother 2012; 67(2): 452-9.

39. Antunes LM, Darin JD, Bianchi MD. Protective effects of vitamin c against cisplatin-induced nephrotoxicity and lipid peroxidation in adult rats: a dose-dependent study. Pharmacol Res 2000; 41(4): 405-11.

40. Yapar K, Cavuşoğlu K, Oruç E, Yalçin E. Protective effect of royal jelly and green tea extracts effect against cisplatin-induced nephrotoxicity in mice: a comparative study. J Med Food 2009; 12(5): 1136-42.