ارزیابی ارتباط بین سلامت آکروزوم و برخی خصوصیات اسپرم منجمد گاو هلشتاین

نوع مقاله: علمی - پژوهشی

نویسندگان

1 دانشگاه شهید چمران اهواز، دانشکده دامپزشکی، گروه علوم درمانگاهی، اهواز، ایران

2 فارغ التحصیل دکترای عمومی دامپزشکی، دانشگاه شهید چمران اهواز، دانشکده دامپزشکی، اهواز، ایران

چکیده

هدف: هدف از این مطالعه یافتن روشی اصلاح شده برای ارزیابی آکروزوم و بررسی سلامت آکروزوم اسپرم‌های منجمد گاو هلشتاین و بررسی ارتباط بین سلامت آکروزوم با تحرک، میزان زنده بودن و واکنش به محلول هیپواسمول 100 میلی اسمول بود.
مواد و روش­ها: در این آزمایش 40 عدد پایوت اسپرم منجمد گاو هلشتاین تهیه و آزمایش‌های سلامت آکروزوم، میزان تحرک، زنده بودن و واکنش به محلول هیپواسمول بررسی شد.
نتایج: نتایج این مطالعه نشان داد که تعداد اسپرم‌های با آکروزوم طبیعی 72/5±52/84 درصد، میانگین تحرک 22/8±52/31 درصد، میزان اسپرم‌های زنده 23/10±57/63 درصد، میزان اسپرم‌های ناهنجار 23/3±57/21 درصد و میزان واکنش اسپرم‌ها به محلول هیپواسمول 68/6±96/41 درصد به‏دست آمد. ارتباط مثبت و معنی‏داری بین سلامت آکروزوم با میزان تحرک، زنده بودن و سلامت ساختار اسپرم‌ها مشاهده شد (01/0p<) ولی با میزان واکنش به محلول هیپواسموتیک ارتباط معنی‏داری مشاهده نشد (05/0p>). در این مطالعه همبستگی مثبت و معنی‏داری بین میزان ناهنجاری آکروزوم با میزان ناهنجارهای ساختاری اسپرم به‏دست آمد (05/0p<) و بین مقدار ناهنجاری آکروزوم با میزان تحرک و زنده بودن اسپرم‌ها یک رابطه منفی معنی‏داری حاصل شد (01/0 p<). بین میزان ناهنجاری آکروزوم با مقدار واکنش به محلول هیپواسموتیک ارتباط معنی‏داری مشاهده نشد (05/0 p>). بر اساس نتایج حاصل از این پژوهش رابطه معنی‏داری بین سلامت آکروزوم با تحرک، سلامت ساختار و میزان زنده بودن اسپرم‌ها به‏دست آمد.
نتیجه­گیری: از آنجایی‏که میزان باروری اسپرم‌ها ارتباط زیادی با سلامت آکروزوم، سلامت ساختار، تحرک و زنده بودن اسپرم‌ها دارد و آکروزوم اسپرم طی انجماد و ذوب شدن تحت تاثیر قرار می‌گیرد بنابراین ارزیابی سلامت ساختار آکروزوم می­تواند به‌عنوان یکی از آزمایش‌های سودمند ارزیابی باروری اسپرم‌های منجمد مطرح باشد.
 

تازه های تحقیق

-

کلیدواژه‌ها


مقدمه

انتقال ژن‌های برتر یکی از روش‌های مؤثر در اصلاح ژنتیکی دام‌های اهلی می‌باشد. یکی از بهترین روش‌های اصلاح ژنتیکی، تلقیح مصنوعی و استفاده از اسپرم‌های منجمد است. در زمان تلقیح مصنوعی، کیفیت اسپرم‌های منجمد از اهمیت خاصی برخوردار هستند. از فاکتورهای تعیین کیفیت اسپرم‌ها می‌توان به درصد اسپرم‌های زنده، تحرک و سلامت آکروزوم آن‏ها اشاره کرد. بر این اساس تحرک، سلامت ساختار و سلامت آکروزوم اسپرم‌ها را به‌عنوان مهمترین فاکتورهای موثر بر میزان باروری اسپرم‌ها در نظر می­گیرند (1).

آکروزوم غشایی دو لایه است که دو سوم بخش قدامی هسته را می­پوشاند. آکروزوم حاوی آنزیم­های هیدرولیز‏کننده پروآکروزین (Proacrosine‏)‏، استراز (Estrase‏)‏، هیالورونیداز (Hyaloronidase‏) و اسید هیدرولاز (Hydrolase acid‏) می‌باشد که در لقاح و بارورکردن تخمک نقش مهمی دارند (2 و 3).

از جمله نقص­های آکروزوم که بر روی باروری اسپرم‌ها موثر هستند می‌توان به فقدان آکروزوم، ناصاف و ناکامل بودن آکروزوم و آکروزوم دکمه­ای (Knobbed acrosome ) اشاره کرد. یافته‌های حاصل از مطالعات میکروسکوپ الکترونی نشان داده که نقص­های آکروزومی، به‌ویژه آکروزوم­­های جدا شده از مهم‏ترین علل ناباروری دام‌ها می­باشند (4).

آزمایش‌ها نشان می­دهد که سلامت آکروزوم می­تواند از جمله شاخص­های باروری باشد (5). از جمله عواملی که بر روی سلامت اسپرم‌های منجمد موثر است می‌توان به نحوه نگه‏داری و ذوب کردن و نوع رقیق‌کننده اسپرم‌ها اشاره کرد (6). پژوهش­ها نشان دادند که سرعت یخ­گشایی اثر زیادی بر سلامت غشای آکروزوم و تحرک اسپرم‌های منجمد دارد (7).

اکثر روش‌های ارزیابی آکروزوم از روند طولانی و پیچیده‏ای برخوردار هستند و گاهی نتایج مناسب و قابل قبولی نیز حاصل نمی­شود (6). امروزه از تکنیک­های گوناگونی برای بررسی سلامت آکروزوم اسپرم‌های تازه یا منجمد در گونه­های مختلف استفاده می­شود. از جمله این تکنیک­ها می‌توان به فلوسیتومتری (8)، فلورومتری (9) و روش‌های چشمی اشاره کرد (10).

روش‌های چشمی با استفاده از رنگ‌آمیزی و سپس مشاهده اسپرم با میکروسکوپ نوری انجام می­شود. هنگام استفاده از این روش­ها، دستیابی به یک تکنیک ساده و سریع برای ارزیابی وضعیت آکروزوم اسپرم بسیار ضروری است (11).

در ارزیابی آکروزوم، وضعیت آکروزوم به چهار صورت آکروزوم سالم، آکروزوم متورم و ناهموار، آکروزوم کنده شده و فقدان آکروزوم تقسیم می­شوند (12).

برای رنگ‌آمیزی و شناسایی آکروزوم به‏روش چشمی اغلب از تعداد کمی رنگ استفاده می­شود که رنگ گیمسا یکی از مهم‏ترین رنگ ­هاست. یک رنگ­آمیزی زمانی مناسب است که آکروزوم را بدون رنگ کردن ناحیه پشت آکروزوم رنگ کند. یکی از مشکلات رنگ‌آمیزی آکروزوم در اسپرم‌های منجمد، نوع محلول رقیق کننده است که اغلب در رنگ‌آمیزی آکروزوم اختلال ایجاد می‌کند (13).

هدف از این پژوهش استفاده از روشی ساده و مناسب برای رنگ‌آمیزی و ارزیابی آکروزوم اسپرم‌های منجمد و بررسی ارتباط بین وضعیت آکروزوم و برخی خصوصیات میکروسکوپی اسپرم مانند تحرک، میزان زنده بودن و واکنش به محلول هیپواسمول اسپرم‌های منجمد گاو هلشتاین بوده است.

مواد و روش‏ها

تعداد 40 پایوت اسپرم منجمد گاو هلشتاین از شرکت جاهد (کرج، ایران) خریداری شد. پایوت­های منجمد به‏مدت 30 ثانیه در دمای 37 درجه سانتی­گراد نگه‏داری شدند تا از حالت انجماد خارج شوند (14).

آزمایش رنگ‌آمیزی آکروزوم: ابتدا برای برطرف کردن مشکل رقیق کننده، از دو روش سانتریفوژ و بدون سانتریفوژ استفاده شد و نتایج حاصل از دو روش با هم مقایسه شدند.

پس از تهیه گسترش از نمونه­های سانتریفوژ شده و بدون سانتریفوژ و پس از خشک شدن لام، برای ثابت کردن اسپرم‌ها از دو روش متانول (70، 80 و 96 درصد) و فرمال سالین (مخلوط فرمالین 40 درصد+ سرم سالین) با غلضت­های 2، 3 و 5 درصد استفاده شد.

پس از ثابت شدن اسپرم‌ها، برای رنگ‌آمیزی، از مخلوط رنگ گیمسا با غلظت‌های 5/0، 1، 2 و 4 درصد با زمان‌های رنگ‌آمیزی 1، 2، 3، 4، 6، 8، 10 و 12 ساعت استفاده شد.

آزمایش تحرک: برای انجام این آزمایش، 50 میکرولیتر اسپرم منجمد ذوب شده را با 50 میکرولیتر سرم نمکی نرمال درون یک میکروتیوب مخلوط کرده و پس از 5 دقیقه تیمار در بن ماری 37 درجه سانتی‏گراد، 10 میکرولیتر از مخلوط را روی لام 37 درجه سانتی‏گراد گذاشته و روی آن یک لامل قرار داده سپس با درشت‌نمایی 400 (میکروسکوپ CX31 الیمپوس)، درصد تحرک اسپرم‌ها بررسی شد (15).

آزمایش رنگ‌آمیزی حیاتی: در این آزمایش با استفاده از روش محمدی و همکاران (15) آزمایش رنگ‌آمیزی حیاتی انجام شد. بدین منظور 30 میکرولیتر مخلوط رنگ ائوزین-نگروزین را به‏درون یک میکروتیوب ریخته و به بن ماری 37 درجه سانتی‏گراد منتقل شد سپس 20 میکرولیتر اسپرم منجمد ذوب شده به آن اضافه شده و پس از 60 ثانیه تیمار، از مخلوط حاصل شده، 10 میکرولیتر برداشته روی یک لام تمیز قرار داده گسترش تهیه و فوری خشک شد. در این آزمایش تعداد اسپرم‌های زنده (بی­رنگ) و مرده (قرمز رنگ) با درشت‌نمایی 400 با استفاده از میکروسکوپ CX31 الیمپوس مشاهده و حداقل 200 اسپرم بررسی شد (15).

آزمایش بررسی ساختار اسپرم‌ها: برای بررسی ساختار اسپرم‌ها 25 میکرولیتر اسپرم ذوب شده را با 50 میکرولیتر جوهر هندی مخلوط و پس از 60 ثانیه تیمار، گسترش تهیه شد (15 و 16). وضعیت ساختار اسپرم‌ها با درشت‌نمایی 400 با استفاده از میکروسکوپ CX31 الیمپوس مشاهده و حداقل 200 اسپرم بررسی شد.

آنالیز آماری: نتایج حاصل از آزمایش‌ها با استفاده از روش آماری توصیفی با استفاده از نرم‌افزار آماری SPSS 16 ارزیابی شدند. میزان ارتباط بین آزمایش‌های مختلف با استفاده از آزمایش همبستگی پیرسون در درجه اطمینان 95 درصد (05/0p<) ارزیابی شدند.

نتایج

بر اساس نتایج به‏دست آمده بهترین روش برای رنگ‌آمیزی آکروزوم حالتی است که ابتدا اسپرم ذوب شده را سانتریفوژ کرده، گسترش تهیه و به‏مدت 30 دقیقه با محلول فرمال سالین 5 درصد ثابت شود سپس لام ثابت شده بدون شستشو مستقیم به مخلوط رنگ گیمسای 5/0 درصد منتقل شود و به‏مدت 8 تا 10 ساعت در مخلوط رنگ باقی بماند.

در این پژوهش، گسترش­های بدون سانتریفوژ نیز انجام شد اما به‏علت اختلال در رنگ‌آمیزی نتایج مناسبی به‏دست نیامد. برای ثابت کردن از اتانول 96 درصد نیز استفاده شد اما نتایج حاصل از فرمال سالین دارای کیفیت و شفافیت بهتری بودند. در این تحقیق از غلظت‌های بیشتر رنگ گیمسا نیز استفاده شد اما باقیمانده رنگ به‌صورت رسوب بر روی گسترش باقی مانده و باعث اختلال در بررسی آکروزوم شد.

پس از بهینه­سازی رنگ‌آمیزی آکروزوم، اسپرم‌های با آکروزوم کامل، قرمز رنگ و اسپرم‌های فاقد آکروزوم، سفید رنگ و نقص‏های آکروزوم نیز به‌وضوح قابل مشاهده بودند.

پس از بررسی نقص­های آکروزوم مشخص شد که فقدان آکروزوم بیشترین نوع عارضه (شکل 1) و نقص­هایی مانند جدا شدن قسمتی از آکروزوم نیز مشاهده شد (شکل 2).

بر اساس نتایج به‏دست آمده تعداد اسپرم‌های با آکروزوم طبیعی 72/5+52/84، میانگین تحرک در پایوت­های مورد آزمایش 22/8+52/31 درصد، مقدار اسپرم‌های زنده 23/10+57/63 درصد، تعداد اسپرم‌های ناهنجار 23/3+57/21 درصد و تعداد اسپرم‌هایی که به محلول هیپواسمول 100 میلی اسمول واکنش داده بودند 68/6+96/41 درصد به دست آمد (جدول 1).

 

 

جدول 1: میانگین شاخص­های تحرک، اسپرم زنده، ناهنجاری ساختاری، ناهنجاری آکروزوم، سلامت آکروزوم و واکنش

به محلول هیپواسمول اسپرم منجمد ذوب شده گاوهای هلشتاین

 



شاخص

تعداد

میانگین

انحراف معیار

تحرک

40

52/31

22/8

تعداد اسپرم زنده

40

57/63

23/10

مقدار ناهنجاری ساختاری

40

57/21

23/3

مقدار نواقص آکروزومی

40

71/15

71/5

مقدار آکروزوم طبیعی

40

52/84

72/5

واکنش به محلول هیپواسمول (100 میلی اسمول/لیتر)

40

95/41

68/6

 

بر اساس یافته­های به‏دست آمده که در جدول 2 نشان داده شده است، ارتباط مثبت و معنی‏داری (01/0p<) بین سلامت آکروزوم با میزان تحرک، زنده بودن و سلامت ساختار اسپرم‌ها مشاهده شد ولی با میزان واکنش به محلول هیپواسموتیک ارتباط معنی‏داری مشاهده نشد (05/0p>). بر اساس یافته‌های حاصل از این پژوهش همبستگی مثبت و معناداری (05/0p<) بین میزان ناهنجاری آکروزوم با میزان ناهنجارهای ساختاری اسپرم و بین میزان ناهنجاری آکروزوم با میزان تحرک و زنده بودن اسپرم‌ها یک رابطه منفی معنی‏داری به‏دست آمد (01/0p<) اما بین میزان ناهنجاری آکروزوم با میزان واکنش به محلول هیپواسموتیک ارتباط معنی‏داری مشاهده نشد (05/0p>). نتایج این مطالعه نشان داد که بین مقدار تحرک با زنده بودن و مقدار واکنش به محلول هیپواسمول ارتباط مثبت و معنی‏داری وجود دارد (05/0p<) و یک رابطه مثبت و معنی‏داری بین میزان زنده بودن اسپرم‌ها و مقدار واکنش به محلول هیپواسمول مشاهده شد (05/0p<).

 

 

 

جدول 2:  مقدار همبستگی شاخص­های سلامت آکروزوم، ناهنجاری آکروزوم، تحرک، تعداد اسپرم زنده، ناهنجاری ساختاری و واکنش به محلول هیپواسمول اسپرم منجمد ذوب شده گاوهای نر هلشتاین

 

 

سلامت آکروزوم

ناهنجاری آکروزوم

تحرک

زنده بودن

ناهنجاری ساختار اسپرم

واکنش به محلول هیپواسمول

سلامت آکروزوم

1

**000/1-

*575/0

**785/0

*485/0-

253/0

ناهنجاری آکروزوم

**000/1-

1

*575/0-

**785/0-

*485/0

25/0-

تحرک

*575/0

*575/0-

1

**761/0

*541/0-

*450/0

زنده بودن

**785/0

**785/0-

**761/0

1

*475/0-

*465/0

ناهنجاری ساختار اسپرم

*485/0-

*485/0

*541/0-

*475/0-

1

430/0-

واکنش به محلول هیپواسمول

253/0

253/0-

*450/0

*465/0

430/0

1

*ارتباط معنی‏دار در حد 05/0

** ارتباط معنی‏دار در حد 01/0

 

 

شکل 1: تصویر اسپرم‌های با آکروزوم طبیعی و فاقد آکروزوم

 

 

شکل 2: اسپرم با آکروزوم آسیب دیده و اسپرم دارای آکروزوم طبیعی

 

 

 



بحث

برای ارزیابی آکروزوم از رنگ‌آمیزی­های فلورسنت و معمولی استفاده می­شود، در رنگ‌آمیزی معمولی از رنگ‌های گیمسا، کومسی بلو و تریپانبلو استفاده می‏شودد. یکی از معروف‌ترین رنگ‌های مورد استفاده برای ارزیابی آکروزوم، استفاده از گیمسا می‌باشد. در پژوهش حاضر به‏دلیل سهولت و در دسترس بودن و عدم نیاز به میکروسکوپ فلورسنت از رنگ گیمسا استفاده شد. برای بررسی آکروزوم باید رنگ‌آمیزی به‏صورتی باشد که لام دارای رسوب رنگ نباشد، مرز بین آکروزوم و محیط اطراف به‌خوبی مشخص و مرز بین آکروزوم و پس آکروزوم مشخص باشد. بر اساس نتایج حاصل از پژوهش حاضر از مخلوط رنگ گیمسای 5/0 درصد و مدت زمان تیمار 8 تا 10 ساعت استفاده شده است. در این روش آکروزوم به‌تدریج رنگ گرفته و رسوب رنگ نیز روی گسترش باقی نمی­ماند. بر اساس نتایج حاصل از آزمایش‌های این پژوهش بهتر است اسپرم‌های ذوب شده قبل از تهیه گسترش، سانتریفوژ شوند تا مواد موجود در رقیق کننده که باعث مهار رنگ‌آمیزی آکروزوم می­گردند حذف شوند. در مطالعه Saacke و همکاران (17)، از محلول ثابت‌کننده استفاده نشد و مدت زمان رنگ‌آمیزی 30 تا 40 دقیقه و از محلول 10/1 محلول ذخیره استفاده شده بود. اما در پژوهش Hackett و همکاران(16) از محلول 10/1 گیمسا و مدت زمان رنگ‌آمیزی 30 تا 60 دقیقه استفاده شده بود. در پژوهش Kutvolgyi و همکاران (18) برای رنگ‌آمیزی آکروزوم از گیمسای 5/7 درصد و به‏مدت 4 ساعت استفاده شده بود. در مطالعه Kovacs و همکاران (6) نیز از گیمسای 5/7 درصد استفاده شده بود. در این مطالعات از ترکیب رنگ‌های مختلفی مانند قرمز خنثی، تریپانبلو و گیمسا استفاده شده است و نیاز به فراهم نمودن شرایط خاص برای رنگ‌آمیزی می‌باشد. بر اساس پژوهش Berger و همکاران (19) برای مطالعه آکروزوم از رنگ‌آمیزی سه گانه (بیسمارک قهوه­ای، رز بنگال و تریپانبلو) به‌منظور بررسی آکروزوم و پس آکروزوم استفاده شد. رنگ‌آمیزی فوق به‌واسطه داشتن مراحل زیاد و استفاده از رنگ‌های بیشتر تا حدودی پیچیده­تر است. در هیچکدام از مطالعات فوق از سانتریفوژ قبل از رنگ‌آمیزی استفاده نشده بود. درصورتی‌که در پژوهش حاضر از روش سانتریفوژ و بدون سانتریفوژ استفاده شده بود و مشخص شد که انجام سانتریفوژ قبل از رنگ‌آمیزی، علاوه بر اینکه تاثیری روی نتایج نداشت بلکه باعث افزایش کیفیت رنگ­پذیری اسپرم‌ها نیز شد.

بر اساس مطالعه Ahmad و همکاران (20) مقدار سلامت ساختار آکروزومی اسپرم‌های منجمد گاوی ذوب شده حداقل 72 و حداکثر 80 درصد، بر اساس مطالعه Galli و همکاران (21) میزان سلامت ساختار آکروزوم اسپرم‌های منجمد گاوی به‌طور متوسط 43 درصد، در تحقیق Richardson و همکاران (5) مقدار سلامت آکروزوم اسپرم‌های منجمد گاوی حداقل 8/12± 8/49 و حداکثر 8/10±5/61 درصد، در مطالعه Correa و همکاران (14) میزان سلامت آکروزوم حداقل 0/5 ± 2/78 و حداکثر 6/4±7/83 درصد، در پژوهش Nur و همکاران (22) میزان ناهنجاری آکروزوم حداقل 2/0±90/2 و حداکثر 3/0±77/7 درصد، و بر اساس مطالعه Muino و همکاران (7) مقدار ناهنجاری آکروزومی اسپرم‌های منجمد ذوب شده در دمای 35 درجه 13/0±8 درصد مشاهده شد. این در حالی است که در تحقیق حاضر میزان سلامت آکروزوم به‌طور متوسط 72/5+52/84 مشاهده شد که با نتایج حاصل از مطالعات Ahmad و همکاران (20) و Correa و همکاران (14) مشابه است. بر اساس مطالعه Ahmad و همکاران (20) نوع آنتی‌بیوتیک و رقیق کننده روی میزان سلامت ساختار آکروزوم اسپرم‌ها پس از ذوب شدن موثر هستند.

در مطالعه Nur و همکاران (22) مقدار ناهنجاری آکروزوم با نامناسب بودن محیط نگه‏داری ارتباط معنی‏داری نشان داد. با اینحال بر اساس پژوهش Muino و همکاران (7) میزان ناهنجاری آکروزومی اسپرم‌های منجمد در دمای ذوب متفاوت و در زمان‌های مختلف بعد از ذوب، متفاوت است، به‌طوری‌که ذوب کردن اسپرم‌ها در دمای بالاتر از 35 درجه سانتی‏گراد سبب افزایش میزان ناهنجاری آکروزومی و تهیه گسترش در زمان‌های طولانی­تر از زمان ذوب شدن سبب افزایش میزان ناهنجاری آکروزومی نیز می­شود.

بر اساس مطالعه Anzar و همکاران (23)، ارزیابی مقدار تحرک اسپرم نسبت به سلامت آکروزوم برای بررسی میزان باروری از اهمیت بیشتری برخوردار است.

بر اساس مطالعه Richardson و همکاران (5)، میزان همبستگی بین سلامت آکروزوم و تحرک 65/0 مشاهده شد. بر اساس تحقیق Daader و همکاران (24) ارتباط مثبت و معنی‏داری بین تحرک و میزان سلامت اسپرم خرگوش‌ها مشاهده شد. در پژوهش حاضر نیز بین میزان سلامت آکروزوم و تحرک ارتباط مثبت و معنی‏داری مشاهده شد.

در مطالعه حاضر یک همبستگی مثبت معنی‏داری بین سلامت آکروزوم و میزان زنده بودن اسپرم‌ها مشاهده شد. Graham و همکاران (25) نیز یک ارتباط معنی‏داری بین میزان زنده بودن و سلامت آکروزوم به‏دست آوردند؛ آن‏ها ملاحظه کردند که اغلب اسپرم‌های زنده دارای آکروزوم سالم هستند. Casey و همکاران (26) نیز مشاهده کردند که 29 تا 81 درصد اسپرم‌های مرده نریان آکروزوم ناسالم داشتند.

بر اساس مطالعه Thundathil و همکاران (27)، اسپرم‌هایی که دارای آکروزوم ناقص مانند آکروزوم دکمه‏ای هستند غشای پلاسمایی ناسالمی دارند و به آزمایش تورم هیپو اسموتیک پاسخ نمی­دهند. بر اساس مطالعه Esteves و همکاران (28)، ارتباط معنی‏داری بین آزمایش تورم هیپواسموتیک و سلامت آکروزوم اسپرم‌های منجمد انسان (با استفاده از رنگ فلورسنت Hoescht 33258) مشاهده نشد. در مطالعه حاضر نیز رابطه معناداری بین سلامت آکروزوم و میزان پاسخ به محلول هیپواسمول مشاهده نشد.

در این تحقیق، بین میزان سلامت آکروزوم با میزان تحرک، زنده بودن و سلامت ساختار اسپرم‌ها رابطه مثبت معنی‏داری (01/0p<) و بین میزان ناهنجاری آکروزوم با میزان ناهنجارهای ساختاری اسپرم ارتباط مثبت و معنی‏داری (05/0p<) و با میزان تحرک و زنده بودن اسپرم‌ها ارتباط منفی معنی‏داری (01/0p<) مشاهده شد. بنابراین یک همبستگی مثبت و معنی‏داری بین سلامت ساختار و میزان تحرک اسپرم‌ها با وضعیت آکروزوم اسپرم‌های منجمد گاوی وجود دارد.

مقدار تحرک با زنده بودن و میزان واکنش به محلول هیپواسمول ارتباط مثبت و معنی‏داری وجود دارد (05/0p<). همچنین میزان زنده بودن اسپرم‌ها با میزان واکنش به محلول هیپواسمول ارتباط مثبت و معنی‏داری دارد (05/0p<).

نتیجه‏گیری

نتایج حاصل از این مطالعه نشان می‌دهد که رابطه معنی‏داری بین سلامت آکروزوم با تحرک، سلامت ساختار و میزان زنده بودن اسپرم‌ها وجود دارد. باتوجه به اینکه میزان باروری اسپرم‌ها ارتباط زیادی با سلامت آکروزوم، سلامت ساختار، تحرک و زنده بودن اسپرم‌ها دارد بنابراین علاوه بر بررسی تحرک، ساختار و زنده بودن اسپرم‌ها، بررسی ساختار آکروزوم به‌ویژه زمانی که اختلالی در باروری دام نر وجود داشته باشد نیز می­تواند به‏عنوان یکی از آزمایش‌های ارزیابی اسپرم‌های منجمد مدنظر قرار گیرد.

تشکر و قدردانی

این پژوهش از محل اعتبارات معاونت پژوهشی دانشگاه شهید چمران اهواز انجام شده است به این وسیله مراتب تشکر خود را اعلام می‌دارد.

  1. Barth AD, Oko RJ. Abnormal Morphology of Bovine Spermatozoa. 1th edn., Iowa State University Press, Ames, 1989; 17-37.
  2. Heras MA, Valcarcel A, Furnus C, Perez L, et al. Changas in sperm-bound amidase activity suggest subtle damage to rams sperm acrosomes by freezing/thawing, not detected by light microscopy. Anim Reprod Sci. 1996; 45(1-2): 81-89.
  3. Brito LFC. Evaluation of Stallion Sperm Morphology. Clinical Techniques in Equine Practice. 2007; 6(4): 249-264.
  4. Pesch S, Bostedt H, Failing K, Bergmann M. Advanced fertility diagnosis in stallion semen using transmission electron microscopy. Therigenology. 2006; 91(3-4): 285-298.
  5. Richardson GF, Donald AW, MacKlnnon CE. Comparison of different techniques to determine the percentage of intact acrosomes in frozen-thawed bull semen. Theriogenology. 1992; 38: 557-564.
  6. Kovacs A, Sarlos P, Olah J, Egerszegi I. Improved viability and acrosome staining to frozen-thawed semen samples - technical note. Anim Sci Biotech. 2010; 43(1): 1-3.
  7. Muino R, Rivera MM, Rigau T, Rodriguez-Gill JE, et al. Effect of different thawing rates on post-thaw sperm viability, kinematic parameters and motile sperm subpopulations structure of bull semen. Anim Reprod Sci. 2008; 109: 50-64.
  8. Wilhelm KM, Graham JK., Squires EL. Comparison of the fertility of cryopreserved stallion spermatozoa with sperm motion analyses, flow cytometric evaluation, and zona-fre hamster oocyte penetration. Theriogenology. 1996; 46(4): 559-578.
  9. Moce E, Graham JK. In vitro evaluation of sperm quality. Anim Reprod Sci. 2008; 105(1-2): 104-118.
  10. Tartaglione CM, Ritta MN. Prognostic value of spermatological parameters as predictors of in vitro fertility of frozen-thawed bull semen. Theriogenology. 2004; 62(7): 1245-1252.
  11. Jankovicova J, Simon M, Antalikova J, Horovska L. Acrosomal and viability status of bovine spermatozoa evaluated by two staining methods. Acta Vet Hung. 2008; 56: 133-137.
  12. Watson PF., Duncan AE. Effect of salt concentration and unfrozen water fraction on the viability of slowly frozen ram spermatozoa. Cryobiology. 1988; 25(2): 131-142.
  13. Cross NL, Meizel S. Methods for evaluating the acrosomal status of mammalian sperm. Biol Reprod. 1989; 41(4): 635-641.
  14. Correa JR, Pace MM, Zavos PM. Relationship among frozen- thawed sperm characteristics assessed via the routine semen analysis, sperm functional tests and fertility. Theriogenology. 1997; 48(5): 721-731.
  15. Mohammadi G., Mahdion H., Goraninejad S., Khadjeh GH. Et al. Modified methods for evaluation of bull frozen-thawed sperm. 2011; 3(2): 135-146.
  16. Hackett AJ and Macpherson JW. Some staining procedures for spermatozoa: A review. Can Vet J. 1965; 6(3): 55-62.
  17. Saacke RG, Dejarnette JM, Bame JH, Karabinus DS. Et al. Can spermatozoa with abnormal heads gain access to the ovum in artificially inseminated super and single-ovulating cattle. Theriogenology. 1998; 50: 117-128.
  18. Kutvolgyi G, Stefler J, Kovacs A. Viability and acrosome staining of stallion spermatozoa by Chicago sky blue and Giemsa. Biotech Histochem. 2006; 81(4-6): 109-117.
  19. Berger T, Turner DO, Meizel S, Hedricck JL. The zonapellucida induced acrosome reaction in boar sperm. Biol Reprod. 1989; 40(3): 525-530.
  20. Ahmad K, Foote RH, Kdprut M. Postthaw motility, acrosome integrity and fertility of frozen thawed bull spermatozoa. Theriogenology. 1987; 27: 923-930.
  21. Galli A, Basetti M, Balduzzi D, Martignoni M. Frozen bovine semen quality and bovine cervical mucus penetration test. Theriogenology. 1991; 35(4): 837-844.
  22. Nur Z, Dogan I, Gunay U, Soylu MK. Effects of different temperature treatments applied to deep stored bull semen on post-thaw cold shocked spermatozoa. Bull Vet Inst Pulawy. 2006; 50: 79-83.
  23. Anzar M, Graham EF. Role of sperm motility and acrosome integrity in the fertility in the filtration of bovine semen. Theriogenology. 1996; 45(2): 513-520.
  24. Daader, A.H, Zeidan ASB. Motility and acrosomal integrity of frozen rabbit spermatozoa as affected by different extenders, Cryoprotects and packing methods. 9th World Rabbit Congress – June 10-13, 2008, Verona – Italy.
  25. Graham JK, Kunze E, Hammerstedt RH. Analysis of sperm cell viability, Acrosome integrity, and mitochondrial function using flowcytometry. Biol Reprod. 1990; 43(1): 55-64.
  26. Casey PJ, Hillman RB, Robertson KR, Yudin AL, et al. Validation of an Acrosomal stain for equine sperm that differentiates between living and dead sperm. J Andol. 1993; 14(4): 289-297.
  27. Thundathil J, Palasz AT, Barth AD, Mapletoft RJ. Plasma membrane and acrosomal integrity in bovine spermatozoa with the knobbed acrosome defect. Theriogenology. 2002; 58(1): 87-102.
  28. Esteves SC, Sharma RK, Thomas Jr AJ, Agarwal A. Evaluation of Acrosomal Status and Sperm Viability in Fresh and Cryopreserved Specimens by the Use of Fluorescent Peanut Agglutinin Lectin in conjunction with Hypo-osmotic Swelling Test. Int Braz J Urol. 2007; 33(3): 364-376.