ارزیابی اثر اکسین (IAA) و کینتین بر جذب و تجمع سرب در گیاه Matthiola flavida Bioss

چکیده

هدف: هدف از این تحقیق بررسی اثر غلظت‏های مختلف اکسین (IAA) و کینتین بر جذب و تجمع سرب در گیاه Matthiola flavida بود. مواد و روش‏ها: جمعیت فلز دوست گیاه M. flavida در شرایط هیدروپونیک کشت داده شد. سپس گیاهان به مدت 14 روز تحت تیمار ترکیب غلظتی یک میکرومولار سرب و غلظت‏های 0، 1، 10 و 100 میکرومولار IAA و کینتین قرار گرفتند. در پایان آزمایش میزان سرب در بخش هوایی و ریشه آنها توسط دستگاه طیف سنج اتمی اندازه‏گیری شد. میزان کلروفیل آنها نیز با اسپکتروفتومتر اندازه‏گیری و محاسبه گردید. نتایج: نتایج افزایش غلظت سرب را به ترتیب در بخش هوایی بیش از 48 و 110 درصد در غلظت های 1 و 10 میکرومولار IAA نسبت به کنترل نشان داد. کاهش معنی دار غلظت سرب بخش هوایی با افزایش غلظت کینتین در محیط کشت مشاهده گردید. غلظت سرب ریشه با افزایش غلظت هورمون‏های IAA و کینتین در محلول غذایی کاهش معنی داری یافت. تفاوت معنی‏داری در وزن خشک بخش هوایی در غلظت‏های مختلف IAA و کینتین نسبت به کنترل مشاهده نشد. نتیجه گیری: افزایش میزان سرب بخش هوایی در گیاه M. flavida در غلظت‏های پایین IAA مشاهده گردید ولی کینتین اثر مثبت و آشکاری بر بیوماس و غلظت سرب نشان نداد.

کلیدواژه‌ها


مقدمه

افزایش آلاینده‏های محیطی ایجاد شده به‏وسیله فلزات سنگین یک مشکل جدی را در دنیای مدرن ایجاد کرده است. روش‏های مختلفی برای زدودن فلزات سنگین وجود دارد. استفاده از گیاهان جهت زدودن فلزات سنگین (گیاه پالایی) در سال‏های اخیر مورد توجه قرار گرفته است. در طول دو دهه گذشته مطالعات متعددی برای افزایش کارایی گیاه پالایی از جمله بکارگیری کودها و تنظیم pH خاک انجام شده است. اخیرا استفاده از هورمون های‏گیاهی (PGRs) به عنوان یک روش جایگزین برای بهبود کارایی گیاه پالایی مورد بررسی قرار گرفته است (1). از هورمون‏های گیاهی برای سال‏های طولانی در گل پروری و کشاورزی برای اهداف گوناگون از جمله تاخیر یا تسریع در رسیدگی، القا ریشه زنی، کنترل علف های هرز و غیره استفاده شده است. با این وجود مطالعات کمی در مورد استفاده از هورمون‏های گیاهی جهت افزایش بیوماس و میزان فلز در گیاه برای گیاه پالایی صورت گرفته است.

استفاده از هورمون‏های گیاهی جهت گیاه پالایی چندین مزیت دارد از جمله کاربرد آسان، هزینه مناسب و سازگاری با محیط زیست (1). هورمون‏های گیاهی شامل اکسین‏ها، سیتوکینین‏ها، جیبرلین‏ها، اسید آبسزیک، اتیلن، براسینواستروئیدها و جاسمونات‏ها هستند. هورمون‏های گیاهی به روش‏های گوناگون عمل کرده و بر گیاهان به طرق مختلف اثر می گذارند. فعالیت آن‏ها بستگی به غلظت استفاده از آن‏ها، فاکتورهای محیطی که جذب آن‏ها را تحت تاثیر قرار می‏دهند و وضعیت فیزیولوژیکی گیاه دارد. بیشتر مطالعات در این زمینه تاکنون بر روی افزایش مقاومت گیاهان به سمیت فلزی و یا آزمایش کارایی گیاه پالایی سرب القا شده توسط کلاتور در ترکیب با تیمار هورمون‏های گیاهی متمرکز شده است (2، 3، 4، 5 و 6).

سیتوکینین ها (CKs) یک دسته از هورمون‏های گیاهی هستند که نقش اصلی را در تقسیم و تمایز سلول های گیاهی بازی می‏کنند. تحقیقات معدودی نشان داده که بکارگیری این هورمون باعث افزایش میزان تعرق و به دنبال آن افزایش جذب فلزات سنگین محلول در خاک شده است (4 و 7). Cassina و همکاران (1) اولین بار استفاده از هورمون های گیاهی را برای افزایش استحصال فلز در گیاه بیش تجمع دهنده نیکل  Alyssum murale جهت فرایند معدن کاری گیاهی (phytomining) مورد آزمایش قرار دادند. آن‏ها مشاهده کردند که بکارگیری سیتوکینین‏ها بر روی گیاه A. murale رشد کرده در خاک سرپنتین، میزان بیوماس بخش هوایی را 41 تا 75 درصد در مقایسه با گیاهان کنترل افزایش می دهد، ولی افزایشی در میزان نیکل بخش هوایی مشاهده نشد. اگرچه به دلیل افزایش میزان بیوماس، مقدار نیکل پالایش شده (میلی‏گرم نیکل در گلدان) زمانی که گیاه سیتوکنین را هم به صورت برگی و هم از خاک دریافت کرده بود افزایش یافت.

هورمون اکسین (IAA) که افزایش دهنده رشد می‏باشد باعث افزایش تقسیم سلولی و طویل شدن کلئوپتیل می­شود. افزایش سطح ریشه بویژه ناحیه‏ای که فاقد لایه‏های اندودرم و اگزودرم می‏باشد می‏تواند باعث افزایش جذب فلز در گیاه شود (5). IAA با افزایش تقسیم سلولی و گسترش سلول و رشد ریشه جانبی موجب رشد ریشه می شود (8). IAA در گیاهانی که تحت استرس شوری و فلزات سنگین قرار دارند موجب افزایش رشد ریشه و در برخی مواقع رشد بخش هوایی می شود. همچنین IAA اثر استرس خشکی را با افزایش رشد ریشه کاهش می‏دهد (5). اثر افزایش رشدی که IAA بر روی گیاهان تحت استرس دارد می‏تواند برای اهداف گیاه پالایی مورد استفاده قرار گیرد. مشخص شده که IAA همراه با EDTA یک اثر هم افزایی روی جذب سرب در محیط دارد (2 و 3). در این رابطه در یک مطالعه در مورد اثر ترکیب EDTA و IAA بر جذب سرب در گیاه Medicago sativa در شرایط هیدروپونیک مشخص شد که افزایش میزان سرب در برگ گیاهان تیمار شده با سرب و EDTA/IAA حدود 28 برابر بیشتر از گیاهانی بود که فقط با سرب تیمار شده بودند (2). Wang و همکاران (9) افزایش معنی دار میزان سرب در ریشه­های ذرت را وقتی تحت تیمار اکسین قرار داشتند گزارش کردند. تحقیقات نشان داده که افزایش تجمع سرب مرتبط با افزایش بیوماس خشک ناشی از تیمار هورمون ها است (6)، هرچند برخی آزمایش‏های دیگر بر روی تعدادی از گیاهان چنین اثری را نشان نداده است (4).

شناسایی مناسب‏ترین هورمون برای بهبود گیاه پالایی و همچنین روش صحیح بکارگیری و مدت زمان استفاده هنوز نیازمند بررسی بیشتر است. گیاه Matthiola flavida از خانواده شب بو و بومی نواحی ایران می باشد که در تحقیقات اخیر مشخص شده که تجمع دهنده سرب در شرایط طبیعی می باشد. لذا این تحقیق با هدف بررسی اثر غلظت‏های مختلف IAA و کینتین بر جذب و تجمع سرب در شرایط هیدروپونیک در گیاه M. flavida طراحی و انجام گردید.

مواد و روش‌ها

برای بررسی اثر احتمالی هورمون‏های IAA و کینتین بر جذب و تجمع سرب در گیاه M. flavida بذر جمعیت خاک آلوده به سرب و روی معدن ایرانکوه اصفهان جمع آوری گردید. بذر گیاهان جهت جوانه زنی و بدست آوردن دانه رست‎های مناسب برای انتقال به کشت هیدروپونیک، در ظرف‎های حاوی کود گیاهی کاشته شدند. بعد از 3 هفته، دانه رست‎های مناسب به محلول غذایی در ظرف‎های پلی اتیلنی غیر قابل نفوذ به نور با حجم یک لیتر منتقل شدند (3 گیاه در هر ظرف). محلول غذایی استفاده شده، محلولی با 5/0 غلظت محلول غذایی هوگلند بود. ترکیب محلول مورد استفاده عبارت بود از:

3 mM KNO3, 2 mM Ca(NO3)2, 1 mM NH4H2PO4, 0.5 mM MgSO4, 20 µM Fe(Na)-EDTA, 1 µM KCl, 25 µM H3BO3, 2 µM MnSO4, 2 µM ZnSO4, 0.1 µM CuSO4 and 0.1 µM (NH4)6Mo7O24,

pH  محلول غذایی با محلول دو میلی مولار بافر  MESو با استفاده از KOH در محدوده 5/5 ثابت نگه داشته شد. محلول‎های غذایی هر هفته با محلول‎های تازه جایگزین گردید و گیاهان در اتاقک کشت با دمای متناوب 15/20 درجه سانتی گراد (شب/روز)، تناوب نوری (14 ساعت نور)، شدت نور 200 میکرومول فوتون بر متر مربع بر ثانیه و رطوبت نسبی 75 درصد نگه‏داری شدند.

پس از آنکه گیاهان به مدت 10 روز در محلول غذایی رشد کردند، به محلول آزمایش منتقل شدند که در آن عناصر ماکرو با 1/0 غلظت محلول غذایی تغییر یافته هوگلند و عناصر میکرو به طور کامل وجود داشت. همچنین محلول غذایی بدون NH4H2PO4 و Fe(Na)-EDTA تهیه شد. برای بررسی IAA، گیاهان تحت تیمار ترکیب غلظتی یک میکرومولار سرب و غلظت‏های 0، 1، 10 و 100 میکرومولار IAA قرار گرفتند. جهت بررسی اثر کینتین، گیاهان تحت تیمار ترکیب غلظتی یک میکرو مولار سرب و غلظت‏های 0، 1، 10 و 100 میکرو مولار کینتین قرار داده شدند. غلظت‏های مختلف IAA از C10H9NO2 و غلظت‏های مختلف کینتین از 6-Furfurylaminopurine تهیه گردید. گیاهان به مدت 14 روز تحت تیمار قرار گرفتند. هر ترکیب غلظتی دارای 4 تکرار و هر تکرار شامل 3 گیاه بود. در پایان آزمایش میزان کلروفیل اندازه گیری شد. ریشه گیاهان جهت زدودن سرب جذب سطحی شده به مدت 15 دقیقه در محلول 20 میلی مولار Na2EDTA قرار داده شد. پس از خشک شدن سطحی، گیاهان در دمای 65 درجه سانتی‏گراد به مدت 48 ساعت خشک گردید و میزان وزن خشک محاسبه شد.

جهت اندازه‏گیری میزان سرب در بخش هوایی و ریشه گیاهان (نمونه های 4 تکرار از مخلوط 3 گیاه در هر غلظت)، حدود 20 تا 50 میلی‎گرم از هر یک از نمونه‎های گیاهی خشک شده به لوله‎های تفلنی مخصوص منتقل و با 1 میلی‎لیتر از مخلوط ‌اسید کلریدریک 37 درصد و اسید نیتریک‌ 65 درصد به نسبت 1 به 4 مخلوط گردید. نمونه‎های حاصله به مدت 7 ساعت در دمای 140 درجه سانتی‏گراد قرار داده شدند. سپس با آب مقطر به حجم 5 میلی لیتر رسید. در نهایت مقدار سرب توسط دستگاه طیف‌سنج جذب اتمی (AAnalist 100, Perkin Elmer) اندازه‏گیری شد. آنالیز آماری داده‌ها با استفاده از روش آنالیز واریانس در نرم‌افزار SPSS انجام شد. به منظور پی بردن به معنی‎دار بودن یا نبودن تفاوت میانگین‎ها در تیمارهای مختلف از آزمون دانکن استفاده شد.

غلظت کلروفیل a، کلروفیل b و کلروفیل کل در بخش‎های هوایی گیاهان تیمار شده با غلظت‎های مختلف IAA و کینتین بر اساس روش Arnon (10) اندازه‎گیری شد. برای این منظور مقدار 10 میلی گرم از برگ تازه گیاهان در لوله‏های مخصوص قرار داده شد و بخوبی ساییده گردید. سپس مقدار 1 میلی لیتر استن 80 درصد به آن اضافه شده و با دور 13000 به مدت 5 دقیقه سانتریفوژ گردید. سپس میزان کلرفیل در محلول رویی با استفاده از میزان جذب محلول در طول موج‎های مختلف با اسپکتروفتومتر اندازه گیری و محاسبه شد.

فرمول‏های استفاده شده عبارتند از:

Ca = 0.0127D663 – 0.00269D645

Cb = 0.0229D645 – 0.00468D663

C = 0.0202D645 + 0.00802D663

Ca، Cb و C به ترتیب غلظت کلروفیل a، b و کل در محلول با واحد میلی‏گرم بر گرم وزن تر و D میزان جذب در طول موج مربوطه است.

 

نتایج

اثر ترکیب غلظتی 1 میکرو مولار سرب و غلظت‏های 0، 1، 10 و 100 میکرومولار IAA و کینتین برجمعیت ایرانکوه گیاه M. flavida در محیط هیدروپونیک به مدت 14 روز مورد بررسی قرار گرفت. از نظر وزن خشک بخش هوایی بین غلظت های مختلف IAA و کینتین نسبت به کنترل تفاوت معنی داری وجود نداشت (05/0P>) (شکل 1). با افزایش غلظت IAA در محلول غذایی از 1 به 10 میکرو مولار، غلظت سرب در بخش هوایی از 114 به 160 میکروگرم بر گرم افزایش یافت ولی در غلظت 100 میکرو مولار تاثیری بر تجمع سرب نداشت (شکل 2). به عبارت دیگر در غلظت 1 و 10 میکرو مولار IAA نسبت به کنترل به ترتیب بیش از 48 و 110 درصد افزایش غلظت سرب در بخش هوایی مشاهده شد. غلظت سرب در بخش هوایی با افزایش غلظت کینتین در محلول غذایی بشدت کاهش می‏یافت بطوری که در غلظت 1 میکرومولار کینتین، غلظت سرب در بخش هوایی نسبت به تیمار کنترل 75 درصد کاهش نشان ­داد. همچنین در غلظت‏های 10 و 100 میکرومولار کینتین، غلظت سرب در بخش هوایی قابل اندازه گیری نبود.

در ریشه غلظت سرب با افزایش غلظت هورمون‏های IAA و کینتین در محلول غذایی کاهش معنی‏داری پیدا ­کرد (شکل 3). در تیمار ترکیب غلظت 1 میکرومولار سرب و غلظت‏های 1، 10 و 100 میکرومولار IAA نسبت به تیمار کنترل، غلظت سرب در ریشه به ترتیب 28، 35 و 61 درصد کاهش یافت. همچنین غلظت سرب در ریشه در تیمار ترکیب غلظت‏های 1، 10 و 100 میکرومولار کینتین و غلظت 1 میکرو مولار سرب نسبت به تیمار کنترل به ترتیب 38، 68 و 57 درصد کاهش نشان می­داد. این نتایج نشان داد که IAA با تشکیل کمپلکس با سرب مانع جذب آن توسط گیاه می شود. همچنین کینتین نه تنها جذب سرب را کاهش می­دهد بلکه مانع از انتقال آن از ریشه به بخش‏های هوایی گیاه می‏شود.

غلظت کلروفیل a، b و کل در بخش های هوایی گیاهان M. flavida رشد یافته در تیمار ترکیب غلظت 1 میکرومولار سرب و غلظت‏های مختلف IAA و کینتین اندازه گیری شد. بر اساس نتایج حاصله مشخص شد که با افزایش غلظت هورمون های IAA و کینتین در ترکیب با غلظت 1 میکرومولار سرب، غلظت کلروفیل a، b و کل افزایش معنی داری پیدا می کرد و دارای اثر افزایشی بر میزان کلرفیل در گیاهان تحت تیمار با سرب بودند (شکل 4). غلظت کلروفیل کل در تیمار غلظت 100 میکرومولار IAA و کینتین نسبت به کنترل به ترتیب 164 و 220 درصد افزایش نشان داد.

 


 

شکل 1: اثر غلظت‏های مختلف اکسین(IAA) و کینتین بر وزن خشک بخش هوایی (میلی‏گرم) در جمعیت ایرانکوه گیاه M. flavida (میانگین 4 تکرار ± خطای استاندارد) پس از تیمار با غلظت 1 میکرومولار سرب و غلظت‏های مختلف IAA و کینتین در شرایط کشت هیدروپونیک بعد از دو هفته تیمار. وجود حروف مشترک بیانگر نبود اختلاف معنی‏دار بین تیمارها بر اساس آزمون دانکن )05/0 (p<است.

 

 

شکل 1: اثر غلظت‏های مختلف اکسین(IAA) و کینتین بر وزن خشک بخش هوایی (میلی‏گرم) در جمعیت ایرانکوه گیاه M. flavida (میانگین 4 تکرار ± خطای استاندارد) پس از تیمار با غلظت 1 میکرومولار سرب و غلظت‏های مختلف IAA و کینتین در شرایط کشت هیدروپونیک بعد از دو هفته تیمار. وجود حروف مشترک بیانگر نبود اختلاف معنی‏دار بین تیمارها بر اساس آزمون دانکن )05/0 (p<است.

 

 

 

شکل 3: اثر غلظت‏های مختلف اکسین(IAA) و کینتین بر غلظت سرب در ریشه (میکروگرم بر گرم وزن خشک) در جمعیت ایرانکوه گیاه M. flavida (میانگین 4 تکرار ± خطای استاندارد) پس از تیمار با غلظت 1 میکرو مولار سرب و غلظت‏های مختلف IAA و کینتین در شرایط کشت هیدروپونیک بعد از 14 روز. حروف غیر مشترک بیانگر وجود اختلاف معنی‏دار بین تیمارها بر اساس آزمون دانکن )05/0 (p<است.

 

 

شکل 4: تغییرات غلظت کلروفیل a، b و کل (برحسب میلی‏گرم بر گرم وزن تر) در جمعیت ایرانکوه گیاه M. flavida در پاسخ به تیمار ترکیب غلظت 1 میکرومولار سرب و غلظت های مختلف اکسین(IAA) و کینتین در محیط هیدروپونیک (میانگین 4 تکرار ± خطای استاندارد) بعد از دو هفته تیمار. حروف غیر مشترک بیانگر وجود اختلاف معنی دار بین تیمار ها بر اساس آزمون دانکن‏)05/0 (p< است.

 


بحث

یکی از استراتژی های جایگزین برای افزایش کارایی گیاه پالایی استفاده از هورمون‏های گیاهی جهت خنثی کردن اثرات منفی استرس فلزات سنگین در گیاهان در حال رشد و افزایش میزان بیوماس بخش هوایی می‏باشد (11). بسیاری از گیاهان بیش تجمع دهنده فلزات، دارای بیوماس کمی بوده و سرعت رشد آن‏ها نیز کند می باشد. بنابراین کارایی آن‏ها برای گیاه پالایی محدود می باشد (12). گیاهان مناسب برای گیاه پالایی سرب باید دارای رشد سریع، بیوماس زیاد و به راحتی قابل برداشت باشند. همچنین باید نسبت به سرب مقاوم بوده و سرب را در بخش هوایی خود بیش از 1/0 درصد تجمع دهند (13 و 14).

هورمون‏های گیاهی IAA و کینتین از طریق تسریع تقسیم سلولی، افزایش ریشه‏های جانبی و بخش هوایی و تشکیل بافت آوندی، رشد و نمو گیاهان را تنظیم می­کنند (3). استفاده از هورمون‏های گیاهی برای گیاه پالایی فلزات سنگین در تعدادی از گونه های گیاهی از جمله آفتاب گردان، یونجه و ذرت گزارش شده است (2 و 4) ولی گزارشات اندکی در مورد استفاده از این هورمون­ها در گیاهان بیش تجمع دهنده منتشر شده است (1).

سیتوکنین ها یک دسته از هورمون‏های گیاهی هستند که در تقسیم و تمایز سلولی نقش عمده‏ای دارند. همچنین باعث تحریک تشکیل جوانه، پیدایش بخش هوایی، رشد جوانه‏های جانبی و گسترش برگ و سنتز کلروفیل می‏شوند. به علاوه پیری برگ را به تاخیر انداخته و باعث افزایش مقاومت به شوری، دمای پایین و خشکی شده و در برخی گونه‏ها باعث القا باز شدن روزنه‏ها می‏شوند (15و16). مطالعات اخیر نشان داده است که بکارگیری سیتوکینین باعث افزایش میزان بیوماس و تعرق شده در نتیجه جذب فلزات سنگین موجود در محلول خاک را افزایش می­دهد (4). همچنین گزارش­هایی وجود دارد که افزایش میزان تعرق و هدایت روزنه­ای بعد از تیمار IAA و سیتوکینین می‏تواند باعث افزایش فرایند جذب و انتقال فلزات سنگین شود (1و 4). بعلاوه گزارش شده است که سیتوکینین ها در مکانیسم‏های سمیت‏زدایی در گیاهان نیز دخالت دارند که این کار را از طریق افزایش سطح گلوتاتیون و یا تغییر بیان متالوتیونین ها انجام می‏دهند که باعث افزایش مقاومت گیاهان می­شوند (17).

کینتین در غلظت‏های بالا باعث القا تقسیم سلولی و رشد گیاه می‏شود و ممکن است که افزایش تعداد سلول‏ها، باعث افزایش ظرفیت جذب سرب توسط ریشه‏ها شود. همچنین گزارش شده است که سیتوکینین‏ها میزان فتوسنتز و محصولات فتوسنتزی را افزایش می‏دهند که می تواند منجر به افزایش انتقال سرب به برگ‏ها شود (7). در طی تحقیق ما با وجود آن‏که با افزایش غلظت کینتین در محیط میزان کلرفیل افزایش پیدا می‏کرد ولی میزان سرب در گیاه M. flavida نه تنها افزایش نیافت بلکه کاهش نیز نشان داد و از انتقال سرب به بخش هوایی نیز ممانعت به عمل می‏آمد. بنابراین رابطه مثبتی بین افزایش کلروفیل و در نتیجه میزان فتوسنتز و جذب و انتقال سرب در این تحقیق مشاهده نشد. بر خلاف انتظار ما، تیمار کینتین و IAA اثر مثبت مشخصی بر میزان بیوماس در گیاه M. flavida نداشت. در این تحقیق مشخص شد که در غلظت 1 و 10 میکرومولار IAA نسبت به کنترل به ترتیب بیش از 48 و 110 درصد افزایش غلظت سرب در بخش هوایی مشاهده شد ولی میزان سرب در ریشه در پی تیمار IAA کاهش معنی‏داری پیدا ­کرد.

محققین دیگر نیز پاسخ‏های متفاوت گیاهان را در بکار گیری هورمون های گیاهی در میزان تجمع فلز سنگین مشاهده کردند. Cassina و همکاران (1) اثر معنی‏دار تیمار سیتوکینین بر تجمع نیکل در گیاه Alyssum murale را مشاهده نکردند. Fassler و همکاران (5) کاهش میزان غلظت سرب بخش هوایی را در گیاه Helianthus بعد از تیمار با IAA مشاهده کردند. Lopez و همکاران (2) نیز مشاهده کردند که در گیاه یونجه تحت شرایط هیدروپونیک که با غلظت 200 میکرومولار سرب و غلظت‏های 1، 10 و 100 میکرو مولار IAA تیمار شده بود، غلظت سرب در ریشه با افزایش غلظت های IAA افزایش می‏یابد ولی در بخش هوایی چنین وضعیتی مشاهده نمی­شود. همچنین Liu و همکاران (18) مشاهده کردند که غلظت 100 میکرومولار IAA باعث افزایش تجمع سرب در بخش هوایی گیاه Sedum alfredii که تحت تیمار 200 میکرو مولار سرب در محلول غذایی رشد داده شده بود می­شود. همچنین آنها افزایش وزن خشک، ناحیه سطح ریشه، حجم و طول ریشه را با بکار گیری IAA مشاهده کردند.

جذب یون‏های فلزی در گیاهان از طریق ناقل‎های غشایی صورت می­گیرد که امکان حرکت یون‏ها از عرض غشا سلولی را فراهم می‏کنند. به دلیل اینکه سرب برای گیاهان غیر ضروری و سمی است ناقل اختصاصی برای آن وجود ندارد (9). یکی از مسیرهای ممکن برای انتقال سرب از غشا پلاسمایی سلول‏های ریشه، کانال‏های کاتیونی از جمله کانال‏های کلسیمی است. تغییر در ناقل‎های غشایی می‎تواند نقش مهمی در پس زدن فلزات یا خروج فلزات بر خلاف جهت شیب الکتروشیمیایی بازی کند. ثابت شده است که IAA با فعال کردن ATPase های غشا پلاسمایی تغییراتی را در انتقال یون‏ها از غشاء ایجاد کرده و در نتیجه گیاهان قادرند میزان یون بیشتری را از طریق انتقال فعال در خود تجمع دهند (18). همچنین IAA احتمالا در تنظیم پروتئین‏های غشایی که در انتقال سرب دخالت دارند نقش دارد (2).

بعلاوه، IAA تقسیم سلولی و گسترش ریشه‏های جانبی را تسریع می‏کند که در نتیجه ناحیه سطح ریشه برای جذب فلزات افزایش می‏یابد. Liphadzi و همکاران (19) جهت افزایش رشد ریشه در گیاه آفتاب گردان از IAA استفاده کردند و مشاهده نمودند که میزان تجمع سرب و کادمیوم در برگ‏های این گیاه افزایش می­یابد. بنابراین هورمون‏های گیاهی می­توانند یک نقش مهم را در فرایندهای مرتبط با استرس فلزات سنگین بازی کنند و ممکن است که کاهش سمیت فلزات سنگین در گیاهان تا اندازه‏ای مرتبط با به کارگیری خارجی این هورمونها و به خصوص افزایش میزان بیوماس، تعرق و جذب فلزات باشد. بطور کلی IAA دارای پتانسیل کاهش اثر استرس های فلزی است. در حضور فلزات، IAA عموما دارای اثر مثیت روی پارامترهای رشد ریشه می‏باشد که فلزات بر روی آن‏ها اثر منفی دارند (وزن خشک ریشه، سطح ، حجم و طول ریشه).

بررسی اثر ترکیب IAA و EDTA بر روی جذب سرب در گیاه یونجه در شرایط هیدروپونیک نشان داده که این ترکیب باعث افزایش قابل توجه سرب در برگ‏ها شده بطوری که افزایش 30 برابری انتقال سرب از ریشه به برگ‏ها در مقایسه با گیاهانی که فقط با سرب به تنهایی تیمار شده بودند مشاهده شد (2). در طی تحقیق ما نیز مشاهده شد که با افزایش غلظت IAA تا 10 میکرو مولار در محیط، غلظت سرب در بخش هوایی گیاه M. flavida افزایش یافت ولی در غلظت 100 میکرومولار IAA، میزان سرب کاهش یافت. ثابت شده است که محدوده بین اثرات مفید و مضر هورمون‏های گیاهی کاملا محدود می باشد. برای مثال اکسین‏ها در غلظت‏های کم (7-10 تا 13-10 مولار) باعث افزایش رشد و در غلظت‏های بالاتر باعث ممانعت از رشد می­شوند (5 و 20).

چنین به نظر می­رسد که ساختار IAA که دارای گروه کربوکسیل می‏باشد با باند کردن سرب و تشکیل کمپلکس باعث می‏شود که جذب سرب کمتر صورت گیرد. بعلاوه، ثابت شده است که IAA در غلظت‏های بالا بیوسنتز اتیلن را افزایش داده در نتیجه منجر به کاهش طول ریشه می شود. تحقیقات بیشتری مورد نیاز است تا روشن کند چرا در گیاهان تیمار شده با غلظت 100 میکرو مولار IAA، میزان سرب در بخش هوایی کاهش می­یابد.

 

نتیجه گیری

داده‏های به‏دست آمده در این تحقیق افزایش میزان سرب بخش هوایی را در تیمار غلظت‏های پایین IAA تایید می­کند ولی تیمار کینتین اثر مثبت مشخصی بر میزان بیوماس و غلظت سرب در گیاه M. flavida نشان نمی­دهد. در این مطالعه فقط دو نوع هورمون و سه غلظت مورد آزمایش قرار گرفت. با توجه به اهمیت اثر هورمون‏ها بر همه جنبه‏های نمو گیاه، نیاز به مطالعه گسترده‏تر آن‏ها وجود دارد از جمله پوشش انواع هورمونهای گیاهی، دامنه غلظت‏های بیشتر و مدت زمان تیمار طولانی تر آن‏ها. به هر حال با توجه به اینکه بررسی اثر هورمون‏های گیاهی برجذب فلزات سنگین در دنیا در سال‏های اخیر شروع شده است و این اولین گزارش ارائه شده در ایران در این زمینه می باشد، بنابراین مطالعات بیشتر برای شناسایی تیمار موثرتر هورمون‏ها با مدت زمان های متفاوت برای ارزیابی بهتر جذب و تجمع سرب مورد نیاز است.

 

تشکر و قدردانی

از تحصیلات تکمیلی دانشگاه اصفهان به واسطه حمایت مالی از این تحقیق، و همچنین از قطب علمی تنش های گیاهی صمیمانه سپاسگزاری می­شود.

 

منابع

1. Cassina L, Tassi E, Morelli E, Giorgetti L, et al. Exogenous cytokinin treatments of a Ni hyperaccumulator, Alyssm murale, grown in a serpentine soil: Implications for phytoextraction. Int J Phytoremediat. 2011; 13: 90-101.

2. Lopez ML, Peralta-Videa JR, Benitez T, Gardea-Torresdey JL. Enhancement of lead uptake by alfalfa (Medicago sativa) using EDTA and a plant growth promoter. Chemosphere. 2005; 61: 595-598.

3. Israr M, Sahi SV. Promising role of plant hormones in translocation of lead in Sesbania drummondii shoots. Environ Pollut. 2008; 153: 29-36.

4. Tassi E, Pouget J, Petruzzelli G, Barbafieri M. The effects of exogenous plant growth regulators in the phytoextraction of heavy metals. Chemosphere. 2008; 71(1): 66-73.

5. Fassler E, Evangelou MW, Robinson BH, Schulin R. Effects of indole-3-acetic acid (IAA) on sunflower growth and heavy metal uptake in combination with ethylene diamine disuccinic acid (EDDS). Chemosphere. 2010; 80: 901-907.

6. Hadi F, Bano A, Fuller MP. The improved phytoextraction of lead (Pb) and the growth of maize (Zea mays L.): the role of plant growth regulators (GA3 and IAA) and EDTA alone and in combinations. Chemosphere. 2010; 80(4): 457-462.

7. Sayed SA. Effects of lead and kinetin on the growth, and some physiological components of safflower. Plant Growth Regul. 1999; 29: 167-174.

8. Taiz L, Zeiger E. Plant physiology. Sunderland: Sinauer Associates INC. 2002.

9. Wang H, Shan X, Liu T, Xie Y, et al. Organic acids enhance the uptake of lead by wheat roots. Planta. 2007; 225: 1483-1494.

10. Arnon DI. Copper enzymes in isolated chloroplasts. Polyphenoloxidase in beta vulgaris. Plant Physiol. 1949; 24: 1-15.

11. Ouzounidou G, Ilias I. Hormone-induced protection of sunflower photosynthetic apparatus against copper toxicity. Biol. Plant. 2005; 49: 223-228.

12. Kidd PS, Diez J, Martinez M. Tolerance and bioaccumulation of heavy metals in five populations of Cistus ladanifer L. Plant Soil. 2004; 258: 189-205.

13. Huang JW, Cunningham SD. Lead phytoextraction: species variation in lead uptake and translocation. New Phytol. 1996; 134: 75–84.

14. Clemens S, Palmgren MG, Krämer U. A long way ahead: understanding and engineering plant metal accumulation. Trends Plant Sci. 2002; 7: 309-315.

15. Werner T, Motyka V, Strnad M, Schmulling T. Regulation of plant growth by cytokinin. Plant Biol. 2001; 98: 10487-10492.

16. Dodd IC. Hormonal interactions and stomatal responses. J Plant Growth Regul. 2003; 22: 32-46.

17. Thomas JC, Perron M, LaRosa PC, Smigocki AC. Cytokinin and the regulation of a tabacco metallothionein-like gene durino copper stress. Physiol Plant. 2005; 123: 262-271.

18. Liu D, Li T, Yang X, Islam E, et al. Enhancement of lead uptake by hyperaccumulator plant species Sedum alfredii Hance using EDTA and

 

IAA. Bull Environ Contam Toxicol. 2007; 78: 280-283.

19. Liphadzi MS, Kirkham MB, Paulsen GM. Auxin enhanced root growth for phytoremediation of sewage sludge amended soil. Environ Technol. 2006; 27(6): 695-704.

20. Salisbury FB, Ross CV. Plant physiology. Belmont: Wadsworth publishing Co.1992.

 

1. Cassina L, Tassi E, Morelli E, Giorgetti L, et al. Exogenous cytokinin treatments of a Ni hyperaccumulator, Alyssm murale, grown in a serpentine soil: Implications for phytoextraction. Int J Phytoremediat. 2011; 13: 90-101.

2. Lopez ML, Peralta-Videa JR, Benitez T, Gardea-Torresdey JL. Enhancement of lead uptake by alfalfa (Medicago sativa) using EDTA and a plant growth promoter. Chemosphere. 2005; 61: 595-598.

3. Israr M, Sahi SV. Promising role of plant hormones in translocation of lead in Sesbania drummondii shoots. Environ Pollut. 2008; 153: 29-36.

4. Tassi E, Pouget J, Petruzzelli G, Barbafieri M. The effects of exogenous plant growth regulators in the phytoextraction of heavy metals. Chemosphere. 2008; 71(1): 66-73.

5. Fassler E, Evangelou MW, Robinson BH, Schulin R. Effects of indole-3-acetic acid (IAA) on sunflower growth and heavy metal uptake in combination with ethylene diamine disuccinic acid (EDDS). Chemosphere. 2010; 80: 901-907.

6. Hadi F, Bano A, Fuller MP. The improved phytoextraction of lead (Pb) and the growth of maize (Zea mays L.): the role of plant growth regulators (GA3 and IAA) and EDTA alone and in combinations. Chemosphere. 2010; 80(4): 457-462.

7. Sayed SA. Effects of lead and kinetin on the growth, and some physiological components of safflower. Plant Growth Regul. 1999; 29: 167-174.

8. Taiz L, Zeiger E. Plant physiology. Sunderland: Sinauer Associates INC. 2002.

9. Wang H, Shan X, Liu T, Xie Y, et al. Organic acids enhance the uptake of lead by wheat roots. Planta. 2007; 225: 1483-1494.

10. Arnon DI. Copper enzymes in isolated chloroplasts. Polyphenoloxidase in beta vulgaris. Plant Physiol. 1949; 24: 1-15.

11. Ouzounidou G, Ilias I. Hormone-induced protection of sunflower photosynthetic apparatus against copper toxicity. Biol. Plant. 2005; 49: 223-228.

12. Kidd PS, Diez J, Martinez M. Tolerance and bioaccumulation of heavy metals in five populations of Cistus ladanifer L. Plant Soil. 2004; 258: 189-205.

13. Huang JW, Cunningham SD. Lead phytoextraction: species variation in lead uptake and translocation. New Phytol. 1996; 134: 75–84.

14. Clemens S, Palmgren MG, Krämer U. A long way ahead: understanding and engineering plant metal accumulation. Trends Plant Sci. 2002; 7: 309-315.

15. Werner T, Motyka V, Strnad M, Schmulling T. Regulation of plant growth by cytokinin. Plant Biol. 2001; 98: 10487-10492.

16. Dodd IC. Hormonal interactions and stomatal responses. J Plant Growth Regul. 2003; 22: 32-46.

17. Thomas JC, Perron M, LaRosa PC, Smigocki AC. Cytokinin and the regulation of a tabacco metallothionein-like gene durino copper stress. Physiol Plant. 2005; 123: 262-271.

18. Liu D, Li T, Yang X, Islam E, et al. Enhancement of lead uptake by hyperaccumulator plant species Sedum alfredii Hance using EDTA and

 

IAA. Bull Environ Contam Toxicol. 2007; 78: 280-283.

19. Liphadzi MS, Kirkham MB, Paulsen GM. Auxin enhanced root growth for phytoremediation of sewage sludge amended soil. Environ Technol. 2006; 27(6): 695-704.

20. Salisbury FB, Ross CV. Plant physiology. Belmont: Wadsworth publishing Co.1992.