بررسی اثر تنش شوری تحت دو شرایط روشنایی و تاریکی بر عملکرد PSII جلبک Dunaliella bardawil

نوع مقاله: علمی - پژوهشی

چکیده

هدف: در این مطالعه اثر تنش شوری بر فتوسیستم II دستگاه فتوسنتزی جلبک Dunaliella bardawil به عنوان گونه فتوسنتزی مدل جهت روشن نمودن تاثیرات بیشتر این تنش و ارائه راهکارهای مقابله با تنش شوری طی مطالعات آینده بررسی شد.
مواد و روش‌ها: در این مطالعه از تکنیک OJIP-test جهت آنالیز فلوئورسنس کلروفیل a در جلبک D. bardawil (سویه Utex-2538) تحت تنش‌های شوری 1 به 2 و 1 به 3 مولار نمک، در دو شرایط روشنایی و تاریکی استفاده گردید.
نتایج: نتایج نشان داد که در هر دو شرایط نور و تاریکی میزان پارامترهای Fv/Fo، ΦPo، ψo، ΦEo، ΦRo و PIABS در ابتدای اعمال تنش بطور معنی دار کاهش یافت. در حالی که ΦDo رو به افزایش نهاد. پس از گذشت ساعات اولیه از اعمال تنش، عملکرد PSII در نمونه‏های واقع در شرایط تاریکی افزایش نیافت و میزان ΦDo رو به افزیش نهاد. در صورتی که در نمونه‏های واقع در شرایط روشنایی با افزایش عملکرد PSII همراه بود.
نتیجه‌گیری: بر طبق نتایج، با کاهش در فعالیت کمپلکس تجزیه کننده آب، میزان انتقال الکترون به فئوفیتین، QA، QB و سایر پذیرنده‏های الکترون در زنجیر انتقال الکترون فتوسنتزی کاهش می یابد. از این رو می توان گفت که کمپلکس تجزیه کننده آب نخستین مکانی است که تحت تنش شوری آسیب می بیند. از جهتی بررسی دو شرایط نور و تاریکی همراه با اعمال تنش شوری نشان می دهد که فتوپریود معمولی احتمالا همراه با مکانیسم‏های وابسته چون فتوسنتز و تولید کلروفیل سبب افزایش کارایی سیستم جلبکی در بازگشت به حالت طبیعی قبل از تنش می شود.
 

کلیدواژه‌ها


مقدمه

شوری از جمله عوامل تنش‏زای محیطی بوده، که در بسیاری از نقاط جهان خطر جدی برای رشد گیاهان و تولید محصول است (1). حدود 20 درصد زمین‏های کشاورزی و 50 درصد گندم زارهای جهان در معرض تنش شوری هستند (2). این تنش تقریبا بسیاری از جنبه‏های رشد و گسترش گیاهان را تحت تاثیر قرار داده و سبب سمیت یونی، کمبود مواد غذایی، تنش‏های اسمتیک و اکسیداتیو می شود (3). پاسخ موجودات فتوسنتزی به شرایط نامساعد محیط به توانایی سازگاری دستگاه فتوسنتزی آن‏ها بستگی دارد (4). از جمله این موارد می‏توان به تولید اسمولیت با استفاده از محصولات حاصل از فتوسنتز جهت مقابله با شرایط تنش شوری اشاره نمود (5). شوری منجر به کاهش فعالیت فتوسنتزی شده و این امر با کاهش در محتوی کلروفیل و عملکرد فتوسیستم II (PSII) همراه است (6). تحقیقات انجام شده حاکی از آن است که که PSII از حساس­ترین مکان­ها در سیستم فتوسنتزی، در پاسخ به شرایط تنش است. ولی به طور کلی اطلاعات اندکی در مورد تاثیر شوری بر PSII وجود دارد (7). این کمپلکس پروتئینی از 20 مولکول پلی‏پپتید و انواعی از مولکول کلروفیل و کاروتنوئید تشکیل شده است (4). در زنجیر انتقال الکترون فتوسنتزی به ازاء هر فوتون جذب شده توسط مرکز واکنش PSII، یک الکترون برانگیخته به پلاستوکوئینون A (QA) منتقل می‏شود و با الکترون حاصل از تجزیه آب بوسیله کمپلکس آزاد کننده اکسیژن جایگزین می‏شود. در ادامه، الکترون‏ها از طریق حامل الکترون پلاستوکوئینون به کمپلکس سیتوکروم b6-f منتقل شده و توسط ناقل الکترون پلاستوسیانین به PSI می­رسند. PSI بعد از جذب نور و انتقال الکترون برانگیخته به پذیرنده بعدی جهت تولید NADPH و ATP، این الکترون را از پلاستوسیانین دریافت می کند (8). با توجه به نقش PSII در اکسایش آب و تولید اکسیژن، می‏توان گفت که از اهمیت خاصی در پاسخ سیستم فتوسنتزی تحت شرایط تنش برخوردار می باشد (9).

به دلیل پیچیده بودن سیستم­های گیاهی، امروزه استفاده از جلبک­های سبز تک‏سلولی، با قدرت تکثیر بالا مانند جلبک Dunaliella به عنوان سیستم مدل، مورد توجه محققان بوده و می‏تواند جهت بررسی و درک بهتر و سریع تر نتایج موثر باشد (10و11). این جلبک فاقد دیواره سلولی بوده، مقاوم به شوری است و می‏تواند در محیط با غلظت 17/0 تا 5 مولار نمک (NaCl) زندگی کند. از ویژگی‏های دیگر این گونه می‏توان به تولید مقادیر بالایی از کاروتن ها خصوصا بتاکاروتن در شرایط نامساعد اشاره نمود که از لحاظ بیوتکنولوژی بسیار حائز اهمیت است (12). بر پایه تحقیقات انجام شده، میزان فعالیت فتوسنتزی در جلبک Dunaliella نیز تحت تنش شوری کاهش می‏یابد (13). اما همچون سایر گیاهان اطلاعات جزئی و کامل تر در این زمینه بسیار محدود می‏باشد. گزارش شده است که تولید گلیسرول به عنوان اسمولیت اصلی، از جمله مکانسیم های مقابله جلبک Dunaliella با شرایط تنش شوری می‏باشد (14و15) که در حضور نور به طور عمده از مسیر تجزیه نشاسته و به طور جزئی از مسیر فتوسنتز حاصل می‏شود ولی دیده شده است که در شرایط تاریکی تنها منبع تولید گلیسرول از تجزیه نشاسته است (14و 16). پس وجود نور نیز خود از مهم‏ترین فاکتورها جهت فتوسنتز و تامین انرژی در گیاهان و جلبک‏ها است. در عدم حضور نور، فتوسنتز متوقف شده و منبع انرژی جهت رشد و نمو و مقابله با شرایط تنش محدود می­شود (9).

در حال حاضر کاربرد آنالیز فلوئورسنس کلروفیل a ابزاری مفید و سودمند جهت مطالعه عملکرد فعالیت فتوسنتزی تحت شرایط تنش زا است (17). گزارش شده است که نشر فلوئورسنس کلروفیل a، که پس از نوردهی به یک نمونه فتوسنتزی سازش یافته به تاریکی ایجاد می شود، همراه با تغییر در شرایط محیط تغییر می کند (18). این نشر دارای دو فاز صعودی و نزولی است. فاز صعودی دارای چند مرحله اساسی بوده که به ترتیب با حروف O، J، I و P نشان داده می­شود. مرحله O شدتی از فلوئورسنس را در مرحله ای که همه مراکز واکنش باز و آماده دریافت الکترون می‏باشند، نشان می­دهد. J مرحله انتقال الکترون به QA و تبدیل آن به فرم احیا (QA-) می­باشد. در ادامه، مخزن پلاستوکوئینون (PQ) با دریافت الکترون احیا شده که در مرحله I این تغییر نمایش داده می شود. مرحله P، مربوط به انباشتگی الکترون در سمت پذیرنده الکترون PSI می­باشد. به طوری‏که با دریافت الکترون همه کوئینون ها احیا و مراکز واکنش بسته شده و شدت فلوئورسنس به بیشترین مقدار آن می‏رسد (19، 20و21). تکنیک OJIP-test که بر اساس مراحل فوق تعریف شده است، از جمله روش­ها بر پایه آنالیز فلوئورسنس کلروفیل a است که توسط Strasser و همکاران در سال 1995 طراحی شد. این تکنیک گذار فلوئورسنس کلروفیل a را بر مبنای تئوری جریان انرژی در غشا زیستی اندازه گیری کرده و در نهایت کارایی سیستم فتوسنتزی را تحت شرایط تنش با طیف وسیعی از پارامترها نشان می‏دهد. از این رو با توجه به نقش مهم PSII در سیستم فتوسنتزی و نبود اطلاعات کافی در مورد تاثیر تنش شوری بر آن، در این مطالعه بنا نهاده شد که فعالیت بخش‏های مختلف PSII جلبک Dunaliella طی تنش شوری، تحت شرایط فتوپریود معمولی (16 ساعت روشنایی و 8 ساعت تاریکی) با استفاده از روش OJIP-test بررسی و پارامترهایی از فلوئورسنس کلروفیل a که به شوری حساس ترند، مشخص شود. از جهتی دیگر اعمال تنش شوری در شرایط تاریکی و بررسی پارامترهای فلوئورسنس کلروفیل a، جهت مطالعه توانایی بخش­های مختلف PSII در پاسخ به شوری در فقدان فتوسنتز و منبع انرژی کافی در مقایسه با شرایط روشنایی، از دیگر اهداف این تحقیق واقع شد تا بتوان از نتایج حاصل از این مطالعه، در ایجاد راهکارهای مناسب جهت مقابله با تنش شوری در گیاهان و جلبک‏ها استفاده نمود.

 

 

مواد و روش‌ها

آماده سازی سوسپانسیون جلبکی پایه: در این تحقیق از جلبک Dunaliella bardawil سویه Utex-2538 تهیه شده از کلکسیون دانشگاه تگزاس آمریکا استفاده گردید. جلبک­ها به منظور تکثیر و نگهداری در محیط غذایی اصلاح شده جانسون و همکاران (22) در غلظت 1 مولار NaCl کشت داده شدند. سپس سوسپانسیون های حاصل، به اتاق کشت با شدت نور 100 میکرومول فوتون بر مترمربع بر ثانیه، دمای 2±25 درجه سانتی‏گراد و فتوپریود 16 ساعت تاریکی و 8 ساعت روشنایی منتقل و بعد از گذشت 15 روز و رسیدن به مرحله رشدی مناسب، از سوسپانسیون های موجود جهت طراحی آزمایشات استفاده شد. در ادامه بخشی از طرح آزمایش در اتاق کشت با فتوپریود معمولی و همزمان بخشی دیگر در اتاق کشت تاریک انجام شد.

 

اندازه­گیری فلوئورسنس کلروفیل a: طی مطالعه فلوئورسنس کلروفیل a از دستگاه PEA (Plant Efficiency Analyzer from Handsatech-UK) و نرم افزار Biolizer HP4 استفاده گردید. کلیه آزمایش­ها در سه تکرار و مقایسه میانگین ها با استفاده از روش Repeated Measurement  انجام شد.

 

اعمال تنش شوری تحت شرایط فتوپریود معمولی: در این بخش تنش­های شوری بر روی جلبک‏های کشت شده در محیط کشت حاوی 1 مولار نمک به صورت 1 به 2 و 1 به 3 مولار، به ترتیب با بزرگی 2 و 3 برابر، با استفاده از محیط کشت با غلظت متفاوت نمک اعمال گردید و پس از نمونه برداری از سوسپانسیون‏های جلبکی شاهد و تحت تنش، یک میلی‏لیتر از نمونه‏های مذکور به ظرف‏های مخصوص دستگاه PEA منتقل شد. در ادامه نمونه‏ها به مدت 15 دقیقه در یک محفظه تاریک قرار داده شدند تا همه مراکز واکنش باز و آماده دریافت الکترون گردند. سپس در همان محفظه با انتقال تک تک ظرف ها به محل مخصوص دستگاه، گذار فلوئورسنس کلروفیل a بر روی هر نمونه توسط سه دیود با نور قرمز (650 نانومتر) و طول موج 3200 میکرومول فوتون بر مترمربع بر ثانیه القا شد و این گذار توسط detector از 10 میکروثانیه تا 1 ثانیه ثبت گردید. داده‏های اولیه حاصل از محاسبه دستگاه به کامپیوتر منتقل و در نهایت طیف وسیعی از پارامترها که هر یک ویژگی از سیستم فتوسنتزی را بیان می‏کند، با استفاده از نرم افزار              HP4 Biolizer محاسبه گردید (جدول 1). اندازه گیری فلوئورسنس کلروفیل a، در زمان­های 0، 1، 2، 4، 8، 12، 24، 36، 48 و 60 ساعت پس از اعمال تنش شوری انجام شد.

 

جدول 1: فهرست معانی اصلاحات استفاده شده در OJIP-test جهت آنالیز فلوئورسنس کلروفیل a

داده­های اولیه حاصل از فلوئورسنس کلروفیل a توسط دستگاه PEA

میزان فلوئورسنس پایه در 10 میکروثانیه بعد از نور دهی

FO

میزان فلوئورسنس در 2 میلی ثانیه بعد از نوردهی

FJ

میزان فلوئورسنس در 30 میلی ثانیه بعد از نور دهی

FI

حداکثر میزان فلوئورسنس در بالاتر از 300 میلی ثانیه بعد از نور دهی

FP

پارامتر های فلوئورسنس حاصل از داده­های اولیه

میزان فعالیت کمپلکس تجزیه کننده آب

Fv/Fo

عملکرد کوانتومی یا میزان احیای فئوفیتین و QA

ФPo

احتمال ورود الکترون به زنجیر انتقال الکترون یا انتقال الکترون از QA به QB

ψo

میزان انتقال الکترون در زمان صفر

ФEo

میزان احیای پذیرنده های انتهایی در سمت پذیرنده الکترون PSI

ФRo

میزان اتلاف انرژی در زمان صفر

ФDo

شاخص کارایی بر مبنای جذب فوتون

PIABS

 

اعمال تنش شوری تحت شرایط تاریکی: روند اندازه‏گیری فلوئورسنس کلروفیل a در نمونه­های تحت تنش واقع در شرایط تاریکی مشابه حالت فوق بوده با این تفاوت که همه نمونه‏های شاهد و تحت تنش در طول مطالعه و انجام آزمایش (60 ساعت) در شرایط تاریکی قرار داشتند، در حالی که در نمونه‏های واقع در فتوپریود معمولی، تنها مرحله اعمال شرایط تاریکی، قبل از اندازه گیری فلوئورسنس کلروفیل a است.

 

نتایج

مطالعه پارامترهای فلوئورسنس کلروفیل a در نمونه‏های تحت تنش شوری واقع در فتوپریود معمولی

بررسی منحنی‏های شاخص Fv/Fo (میزان فعالیت کمپلکس تجزیه کننده آب) درشکل 1، الف، نشان می دهد که در تنش 1 به 2 مولار نمک، با بزرگی 2 برابر، میزان فعالیت کمپلکس تجزیه کننده آب مشابه نمونه شاهد (1 به 1 مولار نمک) است. در حالی که در ساعات اولیه پس از اعمال تنش 1 به 3 مولار با بزرگی 3 برابر، میزان فعالیت این کمپلکس بطور معنی داری به شدت کاهش می یابد. بر مبنای داده‏های حاصل از محاسبه شاخص ФPo (عملکرد کوانتومی یا میزان احیای فئوفیتین و QA) در شکل 2، الف، میزان کاهش در انتقال الکترون به فئوفیتین و QA، تحت تنش شوری 1 به 3 مولار، نسبت به نمونه شاهد (1 به 1 مولار نمک) معنی دار می‏باشد. این در حالی است که تحت تنش 1 به 2 مولار تغییر معنی داری در روند انتقال الکترون به این پذیرنده‏ها مشاهده نمی‏شود. میزان انتقال الکترون از QA به QB و روند احیا شدن آن‏ها که با شاخص ψo (شکل3، الف) نشان داده می‏شود، در تنش 1 به 2 مولار نمک پس از اعمال تنش در مقایسه با نمونه شاهد (1 به 1 مولار نمک) تغییر نکرد ولی با افزایش در بزرگی تنش کاهش معنی داری در ψo تحت تنش 1 به 3 مولار نمک مشاهده شد. نتایج حاصل از بررسی پارامترهای ФEo (میزان انتقال الکترون در زنجیر انتقال الکترون فتوسنتزی) و ФRo (میزان احیای پذیرنده‏های انتهایی در سمت پذیرنده الکترون PSI) که به ترتیب در شکل 4، الف و شکل 5، الف نشان داده شده، بیانگر آن است که روند تغییرات در انتقال الکترون به پذیرنده های بعدی در زنجیر انتقال الکترون فتوسنتزی نیز مشابه پارامترهای فوق می باشد، به طوری که درتنش 1 به 3 مولار نمک برخلاف نمونه شاهد (1 به 1 مولار نمک)، میزان انتقال الکترون در زنجیر انتقال الکترون فتوسنتزی و میزان احیای پذیرنده‏های انتهایی الکترون در سمت پذیرنده الکترون PSI، در ابتدای اعمال تنش بطور معنی داری کاهش می‏یابد. میزان کارایی سیستم فتوسنتزی که با شاخص PIABS (شکل 6، الف) مشخص می‏شود، در جلبک­های تحت تنش 1 به 2 مولار، مشابه کارایی سیستم در شرایط بدون تنش بوده ولی در تنش 1 به 3 مولار که از شدت تنش بالاتری برخوردار می‏باشد، میزان کاهش این شاخص بعد از اعمال تنش معنی دار بود. در کلیه پارامترهای مورد اشاره فوق، روند کاهشی بعد از ساعات اولیه از اعمال تنش متوقف شده و روند بازیابی و رسیدن به حالت اولیه آغاز گردید و به تدریج رو به افزایش نهاد. پارامتر بعدی مورد بررسی در این مطالعه ФDo (شکل 7، الف) بوده که بیانگر میزان اتلاف انرژی سیستم تحت شرایط تنش است. در تنش 1 به 2 مولار نمک، روندی از اتلاف انرژی بعد از اعمال این تنش مشاهده نشد ولی میزان این شاخص در تنش 1 به 3 مولار نمک کاملا در مقایسه با نمونه شاهد (1 به 1 مولار نمک) متفاوت بوده و در ابتدای اعمال تنش بطور معنی داری افزایش یافت.

 

 

مطالعه پارامترهای فلوئورسنس کلروفیل a در نمونه­های تحت تنش شوری واقع در تاریکی

با مراجعه به نمودار پارامترهای Fv/Fo (شکل 1، ب)، ФPo (شکل 2، ب)، ψo (شکل 3، ب)، ФEo (شکل 4، ب)، ФRo (شکل 5، ب) و PIABS (شکل 6، ب) می­توان دید که با افزایش شدت تنش شوری (1 به 3 مولار نمک)، میزان کلیه این شاخص‏ها در ساعات اولیه بعد از اعمال تنش به طور معنی‏داری کاهش و سپس با یک روند ثابت و بدون هیچ­گونه افزایشی تا پایان آزمایش ادامه یافته است. روند اتلاف انرژی با توجه به شاخص ФDo (شکل 7، ب) در نمونه­های جلبکی تحت تنش 1 به 3 مولار نمک بلافاصله بعد از اعمال تنش بطور معنی‏داری افزایش یافته و تا پایان آزمایش، این روند افزایشی دنبال شده است. درحالی که روند تغییر این پارامتر تحت تنش 1 به 2 مولار مشابه نمونه شاهد (1 به 1 مولار نمک) می باشد. به طور کلی، می‏توان گفت که کلیه تغییرات مشاهده شده در تنش 1 به 3 مولار نمک در هر یک از پارامترهای فوق، در هر دو شرایط نور و تاریکی، در مقایسه با نمونه شاهد از نظر آماری معنی دار می‏باشد.


 

الف

ب

a

a

b

a

a

b

شکل 1: روند تغییر Fv/Fo (میزان فعالیت کمپلکس تجزیه کننده آب) در جلبک D. bardawil، تحت تنش 1به 2 و 1 به 3 مولار نمک، در قیاس با شاهد (1 به 1 مولار نمک)، تحت دو شرایط فتوپریود معمولی (الف) و تاریکی (ب). مقایسه روند تغییرات با استفاده از روش Repeated measurement انجام شده است و حروف غیرمشابه نشان دهنده تغییر معنی­دار در روند تغییرات می­باشد.

a

a

b

a

a

b

الف

ب

شکل 2: روند تغییر ФPo (عملکرد کوانتومی یا میزان احیای فئوفیتین و QA) در جلبک D. bardawil، تحت تنش 1به 2 و 1 به 3 مولار نمک، در قیاس با شاهد (1 به 1 مولار نمک)، تحت دو شرایط فتوپریود معمولی (الف) و تاریکی (ب). مقایسه روند تغییرات با استفاده از روش             Repeated measurement انجام شده است و حروف غیرمشابه نشان­ دهنده تغییر معنی­دار در روند تغییرات می­باشد.

 

الف

ب

b

a

a

a

a

b

شکل 3: روند تغییر ψo (احتمال ورود الکترون به زنجیر انتقال الکترون یا انتقال الکترون از QA به QB) در جلبک D. bardawil، تحت تنش 1به 2 و 1 به 3 مولار نمک، در قیاس با شاهد (1 به 1 مولار نمک )، تحت دو شرایط فتوپریود معمولی (الف) و تاریکی (ب). مقایسه روند تغییرات با استفاده از روش Repeated measurement انجام شده است و حروف غیرمشابه نشان ­دهنده تغییر معنی­دار در روند تغییرات می­باشد.

 

 

ب

الف

a

a

b

a

a

b

شکل 4: روند تغییر ФEo (میزان انتقال الکترون در زنجیر انتقال الکترون فتوسنتزی) در جلبک D. bardawil، تحت تنش 1به 2 و 1 به 3 مولار نمک، در قیاس با شاهد (1 به 1 مولار نمک)، تحت دو شرایط فتوپریود معمولی (الف) و تاریکی (ب). مقایسه روند تغییرات با استفاده از روش         Repeated measurement انجام شده است و حروف غیرمشابه نشان ­دهنده تغییر معنی­دار در روند تغییرات می­باشد.

a

a

b

a

a

b

الف

ب

شکل 5: روند تغییر ФRo (میزان احیای پذیرنده‏های انتهایی در سمت پذیرنده الکترون PSI) در جلبک D. bardawil، تحت تنش 1به 2 و 1 به 3 مولار نمک، در قیاس با شاهد (1 به 1 مولار نمک)، تحت دو شرایط فتوپریود معمولی (الف) و تاریکی (ب). مقایسه روند تغییرات با استفاده از روش Repeated measurement انجام شده است و حروف غیرمشابه نشان­ دهنده تغییر معنی­دار در روند تغییرات می­باشد.

 

الف

ب

a

a

b

a

a

b

شکل 6: روند تغییر PIABS (شاخص کارایی بر مبنای جذب فوتون) در جلبک D. bardawil، تحت تنش 1به 2 و 1 به 3 مولار نمک، در قیاس با شاهد (1 به 1 مولار نمک )، تحت دو شرایط فتوپریود معمولی (الف) و تاریکی (ب). مقایسه روند تغییرات با استفاده از روش Repeated measurement انجام شده است و حروف غیرمشابه نشان­ دهنده تغییر معنی­دار در روند تغییرات می باشد.

الف

ب

a

b

b

a

b

b

شکل 7: روند تغییر ФDo (میزان اتلاف انرژی) در جلبک D. bardawil، تحت تنش 1به 2 و 1 به 3 مولار نمک، در قیاس با شاهد (1 به 1 مولار نمک)، تحت دو شرایط فتوپریود معمولی (الف) و تاریکی (ب). مقایسه روند تغییرات با استفاده از روش Repeated measurement انجام شده است و حروف غیرمشابه نشان­ دهنده تغییر معنی­دار در روند تغییرات می­باشد.

 


بحث

تاکنون تحقیقات مختلفی در رابطه با اثر تنش شوری بر فتوسنتز گیاهان نظیر جو (23)، سورگوم (6) و گندم (24) و جلبک ها مانند Porphyra perforate (25)، Ulva lactuca (26) و همچنین Dunaliella salina (22) صورت گرفته است ولی تحقیقات جامعی در خصوص اثر تنش شوری بر PSII جلبک Dunaliella وجود ندارد. داده‏های حاصل از اندازه‏گیری فلوئورسنس کلروفیل a، در ابتدای اعمال تنش شوری، تحت هر دو شرایط روشنایی و تاریکی نتایج یکسانی را نشان می دهد. به طوری‏که در تنش شوری با شدت پایین، هیچ یک از بخش های بررسی شده سیستم فتوسنتزی در زنجیر انتقال الکترون تحت تاثیر واقع نشده در حالی که افزایش در شدت تنش، به اختلال در عملکرد PSII منجر شده و میزان فعالیت در بخش­های مختلف به شدت کاهش یافته است.

از آنجا که جلبک Dunaliella یک جلبک مقاوم به شوری می‏باشد، لذا شوری با شدت دو برابر (1 به 2 مولار نمک) تاثیر چندانی بر PSII نداشته اما با افزایش شدت تنش تا 3 برابر (1 به 3 مولار نمک) به نظر می‏رسد اولین محل اثر تنش شوری بر PSII، کمپلکس تجزیه کننده آب باشد. که این امر منجر به کاهش انتقال الکترون به فئوفیتین و QA، اولین پذیرنده‏های الکترون PSII (26و 27) می‏شود. در ادامه انتقال الکترون از QA به QB، کمپلکس سیتوکروم b6-f، پلاستوسیانین و PSI کاهش می‏یابد. عدم انتقال الکترون و در نتیجه کاهش فعالیت فتوشیمیایی باعث افزایش میزان اتلاف انرژی بصورت حرارت (ФDo) می‏گردد که به خوبی در شکل 7، الف قابل مشاهده می‏باشد. در واقع به نظر می‏رسد که افزایش اتلاف انرژی به عنوان مکانیسمی دفاعی در جهت جلوگیری از آسیب سیستم نوری فتوسنتزی عمل می‏کند.

مطالعه فلوئورسنس کلروفیل  a در پاسخ به استرس شوری در گیاهان مختلف، همه حاکی از اثر منفی برروی فتوسیستم II  می باشد. از جمله مطالعات انجام شده در این زمینه توسط دانشمندان می‏توان به گزارش های Allahverdiev و همکاران (28) اشاره نمود که با بررسی شدت های مختلف تنش شوری بر روی Trianea bogotensis karts مشاهده نمودند که میزان شاخص Fv/Fo کاهش می یابد. Lu و Vonshak (7) و Sudhir و همکاران (29) با مطالعه تنش شوری برSpirulina platensis به این نتیجه رسیدند که تحت تنش شوری میزان انتقال الکترون فتوسنتزی رو به کاهش می‏نهد. از جهتی کاهش در عملکرد کوانتومی واکنش‏های فتوشیمیایی اولیه تحت تنش شوری در گیاهان گندم (24)، و سورگوم (6) از دیگر مطالعات انجام شده در این زمینه می باشد (30). مطالعه تنش شوری بر Vinga radiate L. و Brassica juncea Coss نشان داده است که مقدار ФPo، ψo و ФEo کاهش می یابد (19). با مقایسه دقیق بین تحقیقات انجام شده توسط دانشمندان فوق و نتایج حاصل از این تحقیق، علی رغم تشابه کلی در روند تغییر این پارامترها تحت تنش شوری، می‏توان گفت که فلوئورسنس کلروفیل a تحت تنش شوری، در این تحقیق در مقایسه با تحقیقات گذشته نسبتا کامل‏تر و از جنبه‏های مختلف بررسی شده است و با مطالعه همزمان طیف گسترده ای از پارامترها این امکان فراهم شد که محل دقیق اثر تنش شوری بر PSII مشخص گردد.

از دیگر ویژگی های مورد بحث در این تحقیق کارایی سیستم فتوسنتزی است که با شاخص PIABS، مشخص می‏شود. این پارامتر با تکیه بر کارایی جذب نور، عملکرد کوانتومی واکنش‏های فتوشیمیایی اولیه و عملکرد کوانتومی انتقال الکترون محاسبه می‏گردد (31). تغییرات آن می‏تواند به طور کامل کارایی سیستم فتوسنتزی را نشان دهد که نتایج حاصل از این پارامتر نیز کاهش کارایی فتوسنتزی را در شدت‏های تنش بالاتر در ساعات اولیه نشان می دهد. اما پس از گذشت حدود 10 تا 14 ساعت در حضور نور کلیه پارامترهای مورد اشاره بازیابی شده و در برخی پارامترها به حدود مقدار اولیه افزایش می یابد. به نظر می‏رسد که در نمونه­های جلبکی، همراه با مکانیسم‏هایی چون تقسیم سلولی، تولید کلروفیل، انجام فتوسنتز و وجود منبع انرژی کافی (داده­ها نشان داده نشده است) و احتمالا تولید گلیسرول (32)، تغییرات ژنی و تولید پروتئین‏های خاص (10) و در نهایت به دنبال بهبود وضعیت کمپلکس تجزیه آب، میزان انتقال الکترون بهبود یافته و میزان اتلاف انرژی بصورت حرارت کاهش می‏یابد و انجام واکنش‏های نوری فتوسنتزی خصوصا PSII به شرایط طبیعی قبل از تنش نزدیک می‏شود. گزارش شده است که جلبک Dunaliella پس از اعمال تنش شوری پلاسمولیز شده و سپس در حضور نور با تشکیل گلیسرول پتانسیل اسمزی خود را بازیابی می­کند و به حالت اولیه بر می‏گردد که این امر در بازگشت فعالیت دستگاه فتوسنتزی به حالت طبیعی تاثیر بسزایی دارد (16).

از جهتی دیگر در نمونه­های واقع در شرایط تاریکی بعد از کاهش اولیه در عملکرد بخش­های مختلف هیچ گونه روند بهبود مشاهده نمی‏شود. گزارش شده است که جلبک Dunaliella در شرایط تاریکی از ذخیره نشاسته حاصل از فتوسنتز به عنوان منبع انرژی استفاده می‏کند و در فقدان نور نشاسته تجزیه شده و باعث تولید کربوهیدرات و گلیسرول جهت مقابله با شرایط تنش شوری می‏گردد (16و32). با توجه به محدود بودن این منبع انرژی، به نظر می­رسد که نشاسته به عنوان تنها عامل بقاء این جلبک در شرایط تنش شوری و تاریکی باشد. نتایج حاصل از اعمال تنش شوری در شرایط تاریکی بر جلبک Gracilaria sordia نشان داده است که مقدار تجزیه نشاسته در این محیط افزایش می‏یابد (33). لذا بر مبنای مطالعات انجام شده توسط محققان می‏توان گفت در نمونه‏های شاهد و تحت تنش شوری سازش یافته با تاریکی، به علت عدم وجود نور، نداشتن انرژی کافی جهت فتوسنتز و تولید انرژی و تنها با استفاده از تجزیه نشاسته موجود در کلروپلاست به عنوان انرژی ذخیره شده و محدود حاصل از فتوسنتز به حیات خود ادامه می­دهند و این مقدار از انرژی ذخیره شده تنها به حفظ نسبی حیات سلول‏های جلبکی کمک می‏کند. از این رو این نمونه­ها برخلاف نمونه های واقع در فتوپریود معمولی خصوصا در تنش های شوری با شدت بالا توانایی بازگشت به حالت بدون تنش را ندارند.

 

نتیجه گیری

در مجموع با توجه به موارد بحث شده در بالا می‏توان گفت که در PSII زنجیر انتقال الکترون فتوسنتزی، کمپلکس تجزیه کننده آب از مهم‏ترین بخش های PSII بوده و به نظر می‏رسد اولین مکانی است که تحت تنش شوری آسیب می بیند. طی این امر فرایند جبران الکترون ناشی از برانگیختگی مرکز واکنش PSII دچار اختلال می شود و در ادامه انتقال الکترون به سایر پذیرنده‏های زنجیر انتقال الکترون فتوسنتزی و به طورکلی میزان کارایی سیستم فتوسنتزی کاهش می‏یابد. از جهتی بررسی دو شرایط وجود نور و تاریکی همراه با تنش شوری به خوبی تایید می‏کند که بر پایه مطالعات انجام شده توسط محققان تابش نور و در پی آن فعالیت سیستم فتوسنتزی، تولید انرژی و اسمولیت گلیسرول وسایر فرایندهای وابسته توانایی این جلبک را در جهت سازگاری با شرایط جدید و بازگشت به حالت طبیعی قبل از تنش افزایش می دهد.

 

تشکر و قدردانی

بدین وسیله از تحصیلات تکمیلی دانشگاه اصفهان به خاطر حمایت مالی در انجام این تحقیق قدردانی می‌گردد. نویسندگان مقاله از قطب تنش های گیاهی در دانشگاه اصفهان نیز تشکر و قدردانی می نمایند.

 

منابع

1. Dadashi MR, Majidi Hervan I, Noorinia AA. Evalution od different genotypes of barley to salinity stress. J Agri Sci. 2007; 1: 181-190. [Persian].

2. Flowers TJ, Yeo AR . Breeding for salinity resistance in crop plants: where next? Aust J Plant Physiol. 1995; 22(6): 875-884.

3. Munns R. Comparative physiology of salt and water stress. Plant Cell Envioron. 2002; 25: 239-250.

4. Allahverdiyev S, Atilla A, Ismail BS, Sahmurova A. Response of photosystem II and photosynthetic pigments to salt and Baikal EM1 in tree seedlings. Afr J Biotechnol. 2011; 10 (4): 535-538.

5. Yokthongwattana K, Melis A. Photoinhibition and recovery in oxygenic photosynthesis: mechanism of a photosystem II damage and repair cycle. In Demmig- Adams B, Adams ww, Matto AK, (eds). Photoprotection, photoinhibition, gene regulation and environment. Berlin: Springer; 2005; 175-191.

6. Netondo GW, Onyango JC, Beck E. Sorghum and salinity: II. gas exchange and chlorophyll fluorescence of sorghum under salt stress. Crop Sci. 2004b; 44: 806-811.

7. Lu C, Vonshak A. Characterization of PSII photochemistry in salt-adapted cells of cyanobacterium Spirulina platensis. New Phytol. 1999; 141(2): 231-239.

8. Allen JP, Williams JC. Photosynthetic reaction centers. FEBS Letters. 1998; 438(5): 5-9.

9. Taize, L, Zeiger, E. Plant physiology. 2th Ed. Sunderland, Massachusetts; Sinauer Association, Publishers; 1998.

10. Glenn EP, Brown JJ, Blumwald E. Salt tolerance and crop potential of halophytes. CRC Crit Rev Plant Sci. 1999; 18: 227–255.

11. Madadkar Haghjou M. Induction of paraquat tolerance in Dunaliella by using some pre-treatments. J Plant Biol. 2011; 3 (10): 71-86. [Persian].

12. Ramakrishna A, Dayananda C, Giridhar P, Rajacekaran T, et al. Photoperiod influences endogenous indoleamines in cultured green alga Dunaliella bardawil. Indian J Exp Biol. 2011; 49: 234-240.

13. Gilmour DJ, Hipkins F, Boney AD. The effect of salt stress on the primary processes of photosynthesis in Dunaliella tertiolecta. Plant Sci. 1982; 26: 325-330.

14. Ben-Amotz A, Sussman I, Avron M. Glycerol production by Dunalieilla. Experientia. 1982; 38: 49-52.

15. Hadi MR, Shariati M, Afsharzadeh S. Microalgal biotechnology: carotenoid and glycerol production by the green algae Dunaliella isolated from the Gave-Khooni salt marsh, Iran. Biotechnol Bioproc Eng. 2008; 13: 540-544.

16. Brown A.D, Borowitzka L.J. Halotolerance of Dunaliella. In Levandowsky M, Hunter SH, (eds). Biochemistry and Physiology of Protozoa. New York. Academic Press. 1979; 139-189.

17. Baker NR. Chlorophyll Fluorescence: A probe of photosynthesis in vivo. Annu Rev Plant Physiol. 2008; 59: 89-113.

18. Srivastava A, Strasser A. Strasser and Strasser management of land palnts during a regular day. J Plant Physiol. 1996; 148: 445-455.

19. Misra AN, Srivastava A, Strasser RJ. Utilization of fast chlorophylla fluorescence technique in assessing the salt/ion sensitivity of mung bean and Brassica seedlings. J Plant Physiol. 2001; 158: 1173-1181.

20. Papageorgiou, G.C, Govindjee, A. Chlorophyll a fluorescence: a signature of photosynthesis. Advances in Photosynthesis and Respiration. 1th Ed. Dordrecht: Springer; 2004.

21. Strasser B.J, Strasser R.J. Measuring fast fluorescence transients to address environmental questions: The JIP test. In: Mathis P, (eds). Photosynthesis: from light to biosphere. The Netherlands: Kluwer Academic; 1995; 977-980.

22. Shariati M, Madadkar Haghjou M. Effect of salt stress on beta-carotene and Chlorophyll accumulation of green alga Dunaliella salina, isolated from salt marsh of Gavkhooni, Isfahan. Sci Res bull Isfahan Univ.  2000; 14(2); 55-66. [Persian].

23. Belkhodja RF, Morales A, Abadia A, Gomes-Aparisi, et al. Chlorophyll fluorescence as a possible tool for salinity tolerance screening in barely (Hordeum vulgare). Plant Physiol. 1994; 104: 667-673.

24. Zair I, Chlyah A, Sabounji K. Tittahsen M, et al. Salt tolerance improvement in some wheat cultivars after application of in vitro selection pressure. Plant Cell Tiss Org. 2003; 73: 237-244.

 

25. Satoh K, Smith CM, Fork DC. Effects of salinity on primary processes of photosynthesis in the red Porphyra perforata. Plant Physiol. 1983; 73(3): 643-647.

26. Ferreira KN, Tina M, Iverson TM, Maghlaoui K, et.al. Architecture of the photosynthetic oxygen-evolving center. Science. 2004; 303: 1831-1838.

27. Zouni A, Witt HT, Kern J, Fromme P, et.al. Crystal structure of photosystem II from Synechococcus elongatus at 38 °A resolution. Nature. 2001; 409(6821): 739-743.

28. Allahverdiev SR, Mavituna M, Ganieva R, Nafisi S. Effects of salt stress and synthetic hormone polystimuline K on photosynthetic activity of Trianea bogotensis Karst. Turk J Bot. 1998; 22: 19-23.

29. Sudhir PR, Pogoryelov D, Kovcs L, Garab G, et al. The effects of salt stress on photosynthetic electron transport and thylakoid membrane proteins in the Cyanobacterium spirulina platensis. J Biochem Mol Biol. 2005; 38 (4): 481-485.

30. Zhao GQ, Ma BL, Ren CZ. Growth, gas exchange, chlorophyll fluorescence and ion content of naked oat in response to salinity. Crop Sci. 2007; 47: 123-131.

31. Rai MK, Shende S, Strasser RJ. JIP test for fast fluorescence transients as a rapid and sensitive technique in assessing the effectiveness of arbuscular mycorrhizal fungi in zea mays: Analysis of chlorophyll a fluorescence. Plant Biosyst. 2008; 142: 191-198.

32. Chen H, Jiang J, Wu G. Effect of salinity changes on the growth of Dunaliella salina and its isozyme activities of glycerol-3-phosphat dehydrogenase. J Agricult Food Chem. 2009; 57(14): 6178-6182.

33. Ekman P, Yu Sh. Pedersen M. Effects of altered salinity, darkness and algal nutrient status on floridoside and starch content, ot-galactosidase activity and agar yield of cultivated Gracilaria sordida. Br Phycol J. 1991; 26: 123-131.

 

1. Dadashi MR, Majidi Hervan I, Noorinia AA. Evalution od different genotypes of barley to salinity stress. J Agri Sci. 2007; 1: 181-190. [Persian].

2. Flowers TJ, Yeo AR . Breeding for salinity resistance in crop plants: where next? Aust J Plant Physiol. 1995; 22(6): 875-884.

3. Munns R. Comparative physiology of salt and water stress. Plant Cell Envioron. 2002; 25: 239-250.

4. Allahverdiyev S, Atilla A, Ismail BS, Sahmurova A. Response of photosystem II and photosynthetic pigments to salt and Baikal EM1 in tree seedlings. Afr J Biotechnol. 2011; 10 (4): 535-538.

5. Yokthongwattana K, Melis A. Photoinhibition and recovery in oxygenic photosynthesis: mechanism of a photosystem II damage and repair cycle. In Demmig- Adams B, Adams ww, Matto AK, (eds). Photoprotection, photoinhibition, gene regulation and environment. Berlin: Springer; 2005; 175-191.

6. Netondo GW, Onyango JC, Beck E. Sorghum and salinity: II. gas exchange and chlorophyll fluorescence of sorghum under salt stress. Crop Sci. 2004b; 44: 806-811.

7. Lu C, Vonshak A. Characterization of PSII photochemistry in salt-adapted cells of cyanobacterium Spirulina platensis. New Phytol. 1999; 141(2): 231-239.

8. Allen JP, Williams JC. Photosynthetic reaction centers. FEBS Letters. 1998; 438(5): 5-9.

9. Taize, L, Zeiger, E. Plant physiology. 2th Ed. Sunderland, Massachusetts; Sinauer Association, Publishers; 1998.

10. Glenn EP, Brown JJ, Blumwald E. Salt tolerance and crop potential of halophytes. CRC Crit Rev Plant Sci. 1999; 18: 227–255.

11. Madadkar Haghjou M. Induction of paraquat tolerance in Dunaliella by using some pre-treatments. J Plant Biol. 2011; 3 (10): 71-86. [Persian].

12. Ramakrishna A, Dayananda C, Giridhar P, Rajacekaran T, et al. Photoperiod influences endogenous indoleamines in cultured green alga Dunaliella bardawil. Indian J Exp Biol. 2011; 49: 234-240.

13. Gilmour DJ, Hipkins F, Boney AD. The effect of salt stress on the primary processes of photosynthesis in Dunaliella tertiolecta. Plant Sci. 1982; 26: 325-330.

14. Ben-Amotz A, Sussman I, Avron M. Glycerol production by Dunalieilla. Experientia. 1982; 38: 49-52.

15. Hadi MR, Shariati M, Afsharzadeh S. Microalgal biotechnology: carotenoid and glycerol production by the green algae Dunaliella isolated from the Gave-Khooni salt marsh, Iran. Biotechnol Bioproc Eng. 2008; 13: 540-544.

16. Brown A.D, Borowitzka L.J. Halotolerance of Dunaliella. In Levandowsky M, Hunter SH, (eds). Biochemistry and Physiology of Protozoa. New York. Academic Press. 1979; 139-189.

17. Baker NR. Chlorophyll Fluorescence: A probe of photosynthesis in vivo. Annu Rev Plant Physiol. 2008; 59: 89-113.

18. Srivastava A, Strasser A. Strasser and Strasser management of land palnts during a regular day. J Plant Physiol. 1996; 148: 445-455.

19. Misra AN, Srivastava A, Strasser RJ. Utilization of fast chlorophylla fluorescence technique in assessing the salt/ion sensitivity of mung bean and Brassica seedlings. J Plant Physiol. 2001; 158: 1173-1181.

20. Papageorgiou, G.C, Govindjee, A. Chlorophyll a fluorescence: a signature of photosynthesis. Advances in Photosynthesis and Respiration. 1th Ed. Dordrecht: Springer; 2004.

21. Strasser B.J, Strasser R.J. Measuring fast fluorescence transients to address environmental questions: The JIP test. In: Mathis P, (eds). Photosynthesis: from light to biosphere. The Netherlands: Kluwer Academic; 1995; 977-980.

22. Shariati M, Madadkar Haghjou M. Effect of salt stress on beta-carotene and Chlorophyll accumulation of green alga Dunaliella salina, isolated from salt marsh of Gavkhooni, Isfahan. Sci Res bull Isfahan Univ.  2000; 14(2); 55-66. [Persian].

23. Belkhodja RF, Morales A, Abadia A, Gomes-Aparisi, et al. Chlorophyll fluorescence as a possible tool for salinity tolerance screening in barely (Hordeum vulgare). Plant Physiol. 1994; 104: 667-673.

24. Zair I, Chlyah A, Sabounji K. Tittahsen M, et al. Salt tolerance improvement in some wheat cultivars after application of in vitro selection pressure. Plant Cell Tiss Org. 2003; 73: 237-244.

 

25. Satoh K, Smith CM, Fork DC. Effects of salinity on primary processes of photosynthesis in the red Porphyra perforata. Plant Physiol. 1983; 73(3): 643-647.

26. Ferreira KN, Tina M, Iverson TM, Maghlaoui K, et.al. Architecture of the photosynthetic oxygen-evolving center. Science. 2004; 303: 1831-1838.

27. Zouni A, Witt HT, Kern J, Fromme P, et.al. Crystal structure of photosystem II from Synechococcus elongatus at 38 °A resolution. Nature. 2001; 409(6821): 739-743.

28. Allahverdiev SR, Mavituna M, Ganieva R, Nafisi S. Effects of salt stress and synthetic hormone polystimuline K on photosynthetic activity of Trianea bogotensis Karst. Turk J Bot. 1998; 22: 19-23.

29. Sudhir PR, Pogoryelov D, Kovcs L, Garab G, et al. The effects of salt stress on photosynthetic electron transport and thylakoid membrane proteins in the Cyanobacterium spirulina platensis. J Biochem Mol Biol. 2005; 38 (4): 481-485.

30. Zhao GQ, Ma BL, Ren CZ. Growth, gas exchange, chlorophyll fluorescence and ion content of naked oat in response to salinity. Crop Sci. 2007; 47: 123-131.

31. Rai MK, Shende S, Strasser RJ. JIP test for fast fluorescence transients as a rapid and sensitive technique in assessing the effectiveness of arbuscular mycorrhizal fungi in zea mays: Analysis of chlorophyll a fluorescence. Plant Biosyst. 2008; 142: 191-198.

32. Chen H, Jiang J, Wu G. Effect of salinity changes on the growth of Dunaliella salina and its isozyme activities of glycerol-3-phosphat dehydrogenase. J Agricult Food Chem. 2009; 57(14): 6178-6182.

33. Ekman P, Yu Sh. Pedersen M. Effects of altered salinity, darkness and algal nutrient status on floridoside and starch content, ot-galactosidase activity and agar yield of cultivated Gracilaria sordida. Br Phycol J. 1991; 26: 123-131.